© Borgis - Postepy Fitoterapii 1, s. 22-27
*Anna Krajewska-Patan1, Agnieszka Gryszczyńska1, Sebastian Mielcarek1, Mirosława Furmanowa2, Waldemar Buchwald1, Przemysław Ł. Mikołajczak1,3, Bogusław Czerny1,4, Przemysław M. Mrozikiewicz1,5
Możliwości wykorzystania różeńca Kiryłowa (Rhodiola kirilowii) w nowoczesnej fitoterapii**
Possible Rhodiola kirilowii use in modern phytotherapy
1Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu
Dyrektor Instytutu: prof. dr hab. Grzegorz Spychalski
2Katedra i Zakład Biologii i Botaniki Farmaceutycznej, Warszawski Uniwersytet Medyczny
Kierownik Katedry: dr hab. Olga Olszowska
3Katedra i Zakład Farmakologii, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Katedry: prof. dr hab. Teresa Bobkiewicz-Kozłowska
4Zakład Farmakologii Ogólnej i Farmakoekonomiki, Wydział Nauk o Zdrowiu, Pomorski Uniwersytet Medyczny w Szczecinie
Kierownik Zakładu : prof. dr hab. Bogusław Czerny
5Pracownia Farmakogenetyki Doświadczalnej, Katedra i Zakład Farmacji Klinicznej i Biofarmacji, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Pracowni: prof. dr hab. Przemysław M. Mrozikiewicz
Summary
Rhodiola kirilowii (Regel) Maxim (Crasssulaceae family) is a plant used in traditional East Asian medicine, mainly in China, to prevent damages due to hypoxic environment of high altitude. The authors present - on the basis of own investigations and wide review of the literature - the present status of phytochemical investigations carried out on R. kirilowii plant. The interesting perspectives of medicinal use of extracts from R. kirilowii are also presented.
Key words: rhodiola kirilowii, traditional medicine, hypoxia, phytochemical investigations, salidroside
Wstęp
W ostatnich latach dało się zauważyć wzmożone zainteresowanie naukowców oraz pacjentów, również europejskich, badaniami nad różeńcem Kiryłowa (Rhodiola kirilowii (Regel) Maxim. (rodzina Gruboszowatych, Crassulaceae), rośliną stosowaną w tradycyjnej medycynie Azji Wschodniej. Jest to gatunek stosunkowo jeszcze mało poznany, w przeciwieństwie do różeńca górskiego (Rhodiola rosea L.), rośliny występującej też w Europie, na terenach górskich, a wchodzącej w skład licznych suplementów diety stosowanych w celu podniesienia wydajności fizycznej i psychicznej organizmu oraz w celu adaptacji do niesprzyjających warunków środowiskowych. Różeniec Kiryłowa, jako roślina zbliżona systematycznie do różeńca górskiego, stosowana w ludowej medycynie chińskiej, głównie jako środek zapobiegający niekorzystnym zmianom w organizmie ludzkim na skutek hipoksji związanej z przebywaniem w górach na dużych wysokościach (1), stała się w ostatnich latach materiałem do badań fitochemicznych, a także szeregu wstępnych badań nad właściwościami biologicznymi prowadzonymi w wielu ośrodkach naukowych na świecie, a w Polsce głównie w Instytucie Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu oraz w Katedrze i Zakładzie Biologii i Botaniki Farmaceutycznej Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego.
Charakterystyka botaniczna surowca
Rhodiola kirilowii (Regel) Maxim., syn. Sedum kirilowii Regel i Sedum elongatum Kar. (2, 3) należy do rodziny Crassulaceae – Gruboszowate. Po raz pierwszy została opisana w roku 1859 w czasopiśmie Mémoires présentés á l’ Académie Impériale des Sciences de St.-Petersburg par Divers Savants et lux dans ses assemblées (2). Jest to bylina, osiągająca wysokość do 90 cm, o lancetowatych ząbkowanych liściach i grubym kłączu z korzeniami, stanowiącym surowiec zielarski. Kwitnie w okresie od maja do września. Kwiaty są dwu- lub jednopłciowe o zielonych, zielonkawożółtych lub czerwonych płatkach. R. kirilowii rośnie głównie w pasmach górskich Tien-Szanu, Ałtaju i Pamiru na wysokości 2000-5600 m n.p.m. Naturalne stanowiska tej rośliny to brzegi lasów, trawiaste stoki; rośnie często w półcieniu (2, 3).
Badania fitochemiczne różeńca Kiryłowa
Pierwsze prace o badaniach fitochemicznych tego gatunku były prowadzone w Rosji w latach 70. XX wieku i pozwoliły na stwierdzenie obecności w tym gatunku fenyloetanoidów: salidrozydu (jeden z głównych związków czynnych w innym gatunku tego rodzaju – R. rosea) oraz p-tyrozolu, kwasu galusowego (fenolokwas), hydroksykumaryn: eskuletyny i umbeliferonu oraz flawonoidu herbacytryny (glukozyd herbacetyny) (4). W następnych latach prace nad R. kirilowii prowadzone były głównie w Chinach i pozwoliły na identyfikację w korzeniach bergeniny (izokumaryna) za pomocą metody spektralnej przez Zhanga i wsp. (5) oraz fitosteroli: β-sitosterolu przez zespół Kanga (6) i daukosterolu przez Penga i wsp. (7). W kłączach wykryto również lotaustralin, toksyczny glikozyd cyjanogenny (7), a jego zawartość według badań wykonanych metodą chromatografii gazowej w tym gatunku była wyższa niż jego zawartość w innych badanych gatunkach z tego rodzaju (8, 9).
W ostatnich latach do badań nad zawartością związków czynnych (jakościową i ilościową) w R. kirilowii zastosowano nowe techniki badawcze, np. strefową kapilarną elektroforezę (CZE), co pozwoliło na opracowanie szybkiej metody jednoczesnego wykrywania obecności salidrozydu i p-tyrozolu w materiale roślinnym, m.in. w R. kirilowii. Autorzy tej metody proponują zastosowanie jej do kontrolnego jakościowego badania surowca roślinnego (10).
Liczne związki chemiczne w R. kirilowii zostały określone przy okazji badań na aktywność wyciągów w stosunku do przewlekłego zapalenia wątroby wywołanego obecnością wirusa C (chronic hepatitis C virus) (11). Zuo i wsp. stwierdzili, po raz pierwszy, że w wyciągu występowały następujące flawonoidy: luteolina, tricetyna, galusan (–)-epigalokatechiny (EGCG), galusan (–)-epikatechiny (ECG), (–)-epigalokatechina, (–)-epikatechina (cztery ostatnie związki są zaliczane do podgrupy flawonoidów – flawan-3-oli, zwanych też proantocyjanidynami), 3,3’-digaloiloproprodelfidyna B2 (rodizyna), 3,3’-digaloiloprocyjanidyna B2 i rodiolinozyd (fenoloketon). Badacze ci potwierdzili też obecność w wyciągu kwasu galusowego, tyrozolu i salidrozydu (11).
Inna grupa badaczy chińskich, oceniając tuberkulostatyczną aktywność wyciągu (12), wyizolowała z R. kirilowii 12 związków, wśród nich wiele zidentyfikowano po raz pierwszy w tej roślinie, a mianowicie kwas trans-hydroksycynamonowy (fenylopropanoid), terpenoidy: sakranozyd B, geranylo-β-glukopiranozyd, nerylo-β-glukopiranozyd, oligosacharyd heksylo-β-glukopiranozyd, lignan isolaricirezinolo-9-O-β-glukopiranozyd, flawonoid rodiolgina i oligoglikozyd rodiooktanozyd. Potwierdzono też obecność β-sitosterolu, p-tyrosolu, kwasu galusowego i proantocyjanidyny – galusanu epigalokatechiny (12).
Badania Yanga i wsp. (13), opublikowane w 2011 roku, wskazują, że w R. kirilowii występują: 4-hydroksyfenyloetylo-(4’-metoksyfenyloetylo)eter, 1-(2-hydroksy-2-metylomaślan-β-D-glukopiranoza, octan 4-etoksyfenyloetanolu, p-hydroksyacetofenon, ester etylowy kwasu 4-hydroksybenzoesowego, kwas 4-hydroksybenzoesowy, aldehyd 4-hydroksybenzoe-sowy, melleina, stigmasterol, 4-metoksy-fenyloetanol i galusan metylu.
W Instytucie Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich prace badawcze nad R. kirilowii zapoczątkowano w latach 90. XX wieku. Były one prowadzone w ramach projektów badawczych prowadzonych wspólnie z Katedrą i Zakładem Biologii i Botaniki Farmaceutycznej Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego. Materiał do badań pochodził z upraw własnych, prowadzonych w Ogrodzie Roślin Leczniczych Instytutu w Plewiskach k. Poznania oraz z kultur kalusowych i kultur roślin zregenerowanych w warunkach in vitro. Badaniami objęto uprawę tej rośliny w warunkach gruntowych oraz w kulturach in vitro, chemizm oraz jej biologiczne właściwości w cyklu doświadczeń na zwierzętach. Badania fitochemiczne prowadzone były również przy zastosowaniu metod opracowanych w Instytucie podczas realizacji projektów badawczych: z wykorzystaniem HPLC oraz ultrasprawnego chromatografu cieczowego sprzężonego z tandemowym spektrometrem mas (UPLC MS/MS).
W ramach prac prowadzonych w Instytucie stwierdzono, że w badanych korzeniach i wyciągach wodnych oraz wodno-alkoholowych z korzeni R. kirilowii, uprawianych na terenie Polski występują substancje (podano ilości w suchym sproszkowanym surowcu):
– proantocyjanidyny: (+)-katechina (0,097 mg/100 g korzeni), (–)-epikatechina (0,288 mg/100 g korzeni), (–)-epigallokatechina (19,584 mg/100 g korzeni), (–)-galusan epikatechiny (5,294 mg/100 g korzeni), (–)-galusan epigallokatechiny (135,435 mg/100 g korzeni) (14-17),
– p-tyrozol: 25,68 mg/100 g korzeni (18, 19),
– salidrozyd: 0,239 mg/100 g korzeni (19, 20),
– kwas chlorogenowy: 0,051 mg/100 g korzeni (20),
– kwas galusowy: 3,852 mg/100 g korzeni (14, 15, 18, 20, 21, 22),
– lotaustralina: 3,226 mg/100 g korzeni (23),
– taniny (14, 18),
– rozawina, rozyna, rozaryna (fenylopropanoidy),
– kwas kawowy: 47,67 mg/100 g korzeni (24).
W surowcu uprawianym w Instytucie, a badanym w ramach współpracy z Instytutem Farmaceutycznym Uniwersytetu w Bonn, stwierdzono także występowanie nowych związków: rodiocyjanozydu A (glikozyd cyjanogenny), arbutyny i fruktopirano-(1-4)-glukopiranozy (25).
W tabeli 1 zestawiono sumarycznie związki biologicznie czynne, zidentyfikowane do tej pory w korzeniach R. kirilowii.
Tabela 1. Związki chemiczne zidentyfikowane w korzeniach R. kirilowii
| L.p. | Nazwa związku chemicznego | Piśmiennictwo |
| 1. | p-Tyrozol | Krasnov i wsp. (4), Kang i wsp. (6), Peng i wsp. (7), Cui i wsp. (10), Zuo i wsp. (11), Wong i wsp. (12), Krajewska-Patan i wsp. (18), Gryszczyńska i wsp. (19) |
| 2. | Salidrozyd | Krasnov i wsp. (4), Kang i wsp. (6, 9), Peng i wsp. (7), Cui i wsp. (10), Zuo i wsp. (11), Krajewska-Patan i wsp. (18), Gryszczyńska i wsp. (19), Wiedenfeld i wsp. (25) |
| 3. | Herbacytryna | Krasnov i wsp. (4) |
| 4. | Eskuletyna | Krasnov i wsp. (4) |
| 5. | Umbeliferon | Krasnov i wsp. (4) |
| 6. | Kwas galusowy | Krasnov i wsp. (4), Zuo i wsp. (11), Wong i wsp. (12), Mścisz i wsp. (14), Buchwald i wsp. (15), Krajewska-Patan i wsp. (18), Gryszczyńska i wsp. (20), Mielcarek i wsp. (22) |
| 7. | Bergenina | Zhang i wsp. (5) |
| 8. | β-Sitosterol | Kang i wsp. (6), Wong i wsp. (12) |
| 9. | Daukosterol | Peng i wsp. (7) |
| 10. | Lotaustralina | Peng i wsp. (7), Kang i Wang (8), Kang i wsp. (9), Gryszczyńska i wsp. (23), Wiedenfeld i wsp. (24) |
| 11. | Luteolina | Zuo i wsp. (11) |
| 12. | Tricetina | Zuo i wsp. (11) |
| 13. | (–)-Galusan epigalokatechiny (EGCG) | Zuo i wsp. (11), Wong i wsp. (12), Mścisz i wsp. (14), Buchwald i wsp. (15), Gryszczyńska i wsp. (16,17), Mielcarek i wsp. (22), Wiedenfeld i wsp. (25) |
| 14. | (–)-Galusan epikatechiny(ECG) | Zuo i wsp. (11), Gryszczyńska i wsp. (16,17) |
| 15. | (–)-Epigalokatechina | Zuo i wsp. (11), Gryszczyńska i wsp. (16,17) |
| 16. | (–)-Epikatechina | Zuo i wsp. (11), Gryszczyńska i wsp. (16,17) |
| 17. | (+)-Katechina | Gryszczyńska i wsp. (16,17) |
| 18. | 3,3’-Digaloiloproprodelfidyna B2 (rodizyna) | Zuo i wsp. (11) |
| 19. | 3,3’-Digaloiloprocyjanidyna B2 | Zuo i wsp. (11) |
| 20. | Rodiolinozyd | Zuo i wsp. (11) |
| 21. | Kwas trans-hydroksycynamonowy | Wong i wsp. (12) |
| 22. | Sakranozyd B | Wong i wsp. (12) |
| 23. | Geranylo-β-glukopiranozyd | Wong i wsp. (12) |
| 24. | Nerylo-β-glukopiranozyd | Wong i wsp. (12) |
| 25. | Heksylo-β-glukopiranozyd | Wong i wsp. (12) |
| 26. | Isolaricirezinolo-9-O-β-glukopiranozyd | Wong i wsp. (12) |
| 27. | Rodiolgina | Wong i wsp. (12) |
| 28. | Rodiooktanozyd | Wong i wsp. (12) |
| 29. | 4-Hydroksyfenyloetylo-(4’-etoksyfenyloetylo)eter | Yang i wsp. (13) |
| 30. | 1-(2-Hydroksy-2-metylomaślan-β-D-glukopiranoza | Yang i wsp. (13) |
| 31. | Octan 4-etoksyfenyloetanolu | Yang i wsp. (13) |
| 32. | p-Hydroksyacetofenon | Yang i wsp. (13) |
| 33. | Ester etylowy kwasu 4-hydroksybenzoesowego | Yang i wsp. (13) |
| 34. | Kwas 4-hydroksybenzoesowy | Yang i wsp. (13) |
| 35. | Aldehyd 4-hydroksybenzoesowy | Yang i wsp. (13) |
| 36. | Melleina | Yang i wsp. (13) |
| 37. | Stigmasterol | Yang i wsp. (13) |
| 38. | 4-Metoksy-fenyloetanol | Yang i wsp. (13) |
| 39. | Galusan metylu | Yang i wsp. (13) |
| 40. | Kwas chlorogenowy | Gryszczyńska i wsp. (20) |
| 41. | Taniny | Mścisz i wsp. (14), Krajewska-Patan i wsp. (18) |
| 42 | Kwas kawowy | Krajewska-Patan i wsp. (24) |
| 43. | Rozawina | Krajewska-Patan i wsp. (18) |
| 44. | Rozyna | Krajewska-Patan i wsp. (18) |
| 45. | Rozaryna | Krajewska-Patan i wsp. (18) |
| 46. | Rhodiocyjanozyd A | Wiedenfeld i wsp. (25) |
| 47. | Fruktopirano-(1,4)-glukopiranoza | Wiedenfeld i wsp. (25) |
| 48. | Arbutyna | Wiedenfeld i wsp. (25) |
| 49. | Sacharoza | Peng i wsp. (7) |
Potencjalne zastosowanie w fitoterapii
Powodem, dla którego w ostatnich latach wzrosło zainteresowanie badaczy różeńcem Kiryłowa, jest jego zastosowanie w dalekowschodniej medycynie ludowej jako remedium na dolegliwości związane z przebywaniem człowieka na dużych wysokościach nad poziomem morza (1), co zostało też potwierdzone w doświadczeniach prowadzonych przez zespół pod kierownictwem Zhanga w serii badań na szczurach (26). Uzewnętrznia to potencjał tej rośliny, jako źródła związków naturalnych możliwych do stosowania w stanach hipoksji, występującej w wielu chorobach przebiegających z niedotlenieniem tkanek, np. przewlekłej niewydolności krążenia pochodzenia sercowego, w niewydolności krążenia pochodzenia obwodowego, w chorobie wieńcowej, jak również w takich stanach, jak ostra choroba wysokogórska, czy zespół przewlekłego zmęczenia. Obecnie do leczenia stanów związanych z występowaniem hipoksji w znacznej mierze stosowane są preparaty syntetyczne, są jednak doniesienia związane z prowadzeniem badań wyciągów z żeń-szenia i miłorzębu w modelach zwierzęcych w różnych rodzajach hipoksji (np. związanej z działaniem niskiej temperatury) (27, 28). Badano też na szczurach ochronne działanie ekstraktu z zielonej herbaty, stwierdzając jego pozytywny wpływ na syndrom przewlekłego zmęczenia, w którym to stanie występuje też zjawisko stresu oksydacyjnego (29). Istnieją ponadto doniesienia o pozytywnym działaniu korzenia traganka (Radix Astragali) na szczury poddane działaniu przewlekłej hipoksji (30).
Mechanizm działania tych roślin jest być może związany z właściwościami adaptogennymi zawartych w nich związków biologicznie czynnych, dlatego obecnie poszukuje się nowych surowców pochodzenia roślinnego, które miałyby podobną charakterystykę działania. Jednym z takich surowców o potencjalnym działaniu adaptogennym mógłby być różeniec Kiryłowa. Kontynuacja badań nad tym gatunkiem mogłaby doprowadzić w przyszłości do opracowania suplementu diety lub produktu leczniczego wspomagającego, stosowanego w zapobieganiu lub zmniejszaniu szkodliwych objawów hipoksji, występujących w przebiegu przewlekłej niewydolności krążenia i w chorobie wieńcowej. Mogłoby to umożliwić na etapie profilaktyki oraz w lżejszych postaciach chorób, zmniejszenie stosowanych dawek leków syntetycznych i ograniczyć ich znaczne skutki uboczne. Produkt taki mógłby być również stosowany przy wysiłku fizycznym o dużej intensywności, by zmniejszyć objawy niedotlenienia tkanek, jak również podczas leczenia pacjentów cierpiących na zespół przewlekłego zmęczenia. Trzeba jednak zaznaczyć, że tylko jednoznaczne udokumentowanie wyników badań właściwości biologicznych i dokładne poznanie składu chemicznego tej rośliny mogłoby w przyszłości stanowić podstawę do stosowania otrzymywanych z niej preparatów w stanach hipoksji.
**Artykuł został opracowany w ramach realizacji projektów badawczych Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego nr N405 025 32/1687 oraz N N405 306 136.
Piśmiennictwo
1. Zhang ZH, Feng SH, Hu GD i wsp. Effect of Rhodiola kirilowii (Regel.) Maxim. on preventing high altitude reactions. A comparison of cardiopulmonary function in villagers at various altitudes. China J Chinese Materia Med 1989; 14:687-90, 704. 2. Wu Zheng-yi, Raven PH. (ed.) Flora of China. Science Press (Beijing), Missouri Botanical garden Press (St. Louis), 2001; 8:251-68. 3. Komarov WL, Juzepczyk SV. (ed). Flora SSSR. Ed by SSSR Ac Sci Moscow, Leningrad 1939; IX:24-53. 4. Krasnov EA, Kuvaiev VB, Chorużaya TG. Chemotaksonomic investigations of Rhodiola sp. Rast Res 1978; 14(2):153-60. 5. Zhang S, Wang J, Zhang H. Chemical constituents of Tibetan medicinal herb Rhodiola kirilowii (Reg.) Reg China J Chinese Materia Medica 1991; 16(8):483, 512. 6. Kang S, Zhang J, Lu Y i wsp. Chemical constituents of Rhodiola kirilowii (Reg.) Reg China J Chinese Materia Med 1992; 17(2):100-1, 127. 7. Peng JN, Ma CY, Ge YC. Chemical constituents of Rhodiola kirilowii (Reg.) Reg China J Chinese Materia Med 1994; 19:676-7,702. 8. Kang S, Wang J. Comparative study of the constituents from 10 Rhodiola plants. Zhong Yao Cai 1997; 20(12):616-8. 9. Kang S, Wang J, Zhang J i wsp. Quantitative analysis of salidroside and lotaustralin in Rhodiola by gas chromatography. China J Chinese Mater Med 1998; 23:365-6. 10. Cui S, Hu X, Chen X i wsp. Determination of p-tyrosol and salidroside in three samples of Rhodiola crenulata and one of Rhodiola kirilowii by capillary zone electrophoresis. Anal Bioanal Chem 2003; 377:370-4. 11. Zuo G, Li Z, Chen L i wsp. Activity of compounds from Chinese herbal medicine Rhodiola kirilowii (Regel) Maxim against HCV NS3 serine protease. Antiviral Res 2007; 76(1):86-92. 12. Wong YC, Zhao M, Zong YY i wsp. Chemical constituents and anti-tuberculosis activity of root of Rhodiola kirilowii. China J Chinese Materia Med 2008; 33(13):1561-5. 13. Yang LM, Hu R, Qi W i wsp. Chemical constituents of Rhodiola kirilowii Maxim. J Chin Pharm Sci 2011; 20:154-8. 14. Mścisz A, Mielcarek S, Buchwald W i wsp. Phytochemical study of Rhodiola rosea, Rhodiola quadrifida and Rhodiola kirilowii extracts. Basic Clin Pharmacol Toxicol 2005; 97 (Suppl 1):41. 15. Buchwald W, Mścisz A, Krajewska-Patan A i wsp. Contents of biological active compounds of Rhodiola kirilowii roots during the vegetation. Herba Pol 2005; 51 (Suppl 1):105-6. 16. Gryszczyńska A, Mielcarek S, Buchwald W. The determination of flavan-3-ol content in the root of Rhodiola kirilowii. Herba Pol 2011; 57(1):27-37. 17. Gryszczyńska A, Krajewska-Patan A, Buchwald W i wsp. Comparison of proanthocyanidins content in Rhodiola kirilowii and Rhodiola rosea roots – application of UPLC-MS/MS method. Herba Pol 2012; 58(3):5-15. 18. Krajewska-Patan A, Furmanowa M, Derger M i wsp. Zawartość związków biologicznie czynnych w hodowlach kalusa i w hodowlach zawiesinowych Rhodiola kirilowii (Regel.) Maxim. Herba Pol 2006; 52(3);47-8. 19. Gryszczyńska A, Łowicki Z, Opala B i wsp. Comparison of phenylethanoids content in Rhodiola kirilowii and Rhodiola rosea roots using applying new developed UPLC-MS/MS method. Herba Pol 2012; 58(4):28-38. 20. Gryszczyńska A, Opala B, Łowicki Z i wsp. Determination of chlorogenic and gallic acids by UPLC-MS/MS. Herba Pol 2013; 59(1):w druku. 21. Krajewska-Patan A, Furmanowa M, Mścisz A i wsp. Tissue cultures of Rhodiola kirilowii (Regel.) Maxim. – contents of biologically active components at different stages of growth. Herba Pol 2006; 52(4);98-106. 22. Mielcarek S, Mścisz A, Buchwald W i wsp. Phytochemical investigation of Rhodiola sp. roots. Herba Pol 2005; 51 (Suppl 1):159-160. 23. Gryszczyńska A, Łowicki Z, Opala B i wsp. Determination of lotaustralin in Rhodiola species. Herba Pol 2013; 59(1):w druku. 24. Krajewska-Patan A, Dreger M, Buchwald W i wsp. Otrzymywanie wzbogaconej biomasy tkanek kalusowych Rhodiola kirilowii na drodze suplementacji p-tyrozolem i alkoholem cynamonowym. Pamiętnik Puławski 2009; 151:183-92. 25. Wiedenfeld H, Zych M, Buchwald W i wsp. New compounds from Rhodiola kirilowii. Sci Pharm 2007; 75:29-34. 26. Zhang Z, Wang L, Chen Q i wsp. Electron microscopic observation of the effects of Rhodiola kirilowii (Regel.) Maxim. In preventing damage of the rats viscera by hypoxic high altitude environment. China J Chinese Materia Med 1990; 15(3):177-81, 192. 27. Ramachandran U, Dyvekar HM, Grover SK i wsp. New experimental model for the evaluation of adaptogenic products. J Ethnopharmacol. 1990; 29(3):275-81. 28. Berg JT. Ginkgo biloba extract prevents high altitude pulmonary edema in rats. High Alt Med Biol 2004; 5(4):429-34. 29. Signal A, Kaur S, Tirkey N i wsp. Green tea extract and catechin ameliorate chronic fatigue-induced oxidative stress in mice. J Med Food 2005; 8(1):47-52. 30. Liu JC, An CS, Wang JF i wsp. Influence of Radix Astragali on nitric oxide and endothelin-1 in pulmonary tissue in hypoxemic pulmonary hypertension in rats. Zhonghua Er Ke Za Zhi 2006; 44(1):46-8.
otrzymano/received: 2013-01-18
zaakceptowano/accepted: 2013-01-22
Adres/address:
*dr Anna Krajewska-Patan
Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich
ul. Libelta 27, 61-707 Poznań
tel.: +48 (61) 665-95-50, fax: 665-95-51
e-mail: anna.patan@iwnirz.pl
