© Borgis - Postepy Fitoterapii 4, s. 275-281
*Ewa Cieślik, Agnieszka Siembida
Charakterystyka wartości odżywczej i właściwości prozdrowotnych szparaga lekarskiego (Asparagus officinalis L.)
Nutritional value and pro-healthy properties of asparagus (Asparagus officinalis L.)
Katedra Technologii Gastronomicznej i Konsumpcji, Wydział Technologii Żywności, Uniwersytet Rolniczy im. H. Kołłątaja w Krakowie
Kierownik Centrum: prof. dr hab. inż. Ewa Cieślik
Summary
Asparagus belongs to the family Asteraceae. This vegetable is very popular in China, Peru, the United States, Germany and Spain. Asparagus is a vegetable, characterized by a low energy value, while ensuring a high content of nutrients, including biologically active compounds. In addition to vitamins (A, C, E, carotenes – as provitamine A and B group) asparagus spears also contains easily digestible proteins, carbohydrates (including neoinulin type fructan with a major degree of polymerization – DP ≥ 5), minerals (K, P, J, Ca, Mg, Fe, Zn). Among all the bioactive compounds present in asparagus spears, important role have steroidal saponins (including a significant amount of protodioscin), hydroxycinnamic acids (including a significant amount of ferulic acid), flavonoids (including a significant amount of rutine), phytosterols (including a significant amount of β-sitosterol) with antioxidant activities. Consumption of this vegetables or supplemented food products (with extracts from the commercial asparagus spears processingby-products) may therefore help treat digestive disorders, cardiovascular diseases and slow the aging process.
Key words: asparagus botanical charac-teristics, chemical composition, pro-healthy properties
Wstęp
W krajach wysokouprzemysłowionych zaburzenia pracy przewodu pokarmowego, tj. owrzodzenie dwunastnicy, zapalenie wyrostka robaczkowego, zaparcia, hemoroidy, rak jelita grubego, a także metaboliczne choroby dietozależne – cukrzyca, otyłość, choroby układu krążenia, występują rzadziej u osób spożywających duże ilości włókna pokarmowego. Kluczem do uzyskania zalecanego poziomu spożycia błonnika pokarmowego zarówno przez osoby dorosłe, jak i dzieci, w tym szczególnie w społeczeństwach zachodnich, jest dostępność żywności o jego wysokiej podaży. Obecnie za główne źródło włókna w diecie uważane są zboża. Jednakże coraz częściej odnotowywany jest wzrost popytu na produkty funkcjonalne pozyskiwane z warzyw i owoców jako źródła błonnika, ponieważ błonnik pozyskany z tych źródeł odznacza się większą wartością odżywczą, ze względu na większą zawartość włókna ogólnego i rozpuszczalnego, niższą kaloryczność, większą zdolność przeciwutleniającą oraz wyższy poziom fermentacji i zatrzymywania wody w organizmie (1). Wśród warzyw powszechnie spożywanych w Stanach Zjednoczonych i Europie, znaczny udział mają szparagi, które są wciąż niedocenianym źródłem błonnika w diecie człowieka, pomimo że uznawane są za jedno z najbogatszych źródeł pod względem łącznej ilości i jakości substancji o właściwościach przeciwutleniających (2, 3). Jednakże podczas przemysłowego przetwórstwa – obróbki wstępnej, około połowa długości każdego pędu szparaga jest odrzucana, co powoduje duże straty tego surowca. Z kolei procesy ich przetwarzania i suszenia mogą powodować nieodwracalne zmiany w obecnym błonniku (poprzez zmianę jego pierwotnej struktury) oraz substancjach o właściwościach przeciwutleniających. Zakładając jednak, że produkty uboczne mają podobny skład do ich jadalnych części, mogą być one także wykorzystane jako składnik do przygotowywania suplementowanych produktów żywnościowych (4).
Obecnie największymi producentami szparagów są kolejno: Chiny, Peru, USA, Niemcy i Hiszpania (5). W Polsce szparagi uprawia się na areale około 1700 ha, co pozwala rocznie wyprodukować około 4000 ton tych warzyw. W większości są one jednak eksportowane zarówno w stanie świeżym, jak i przetworzonym. Około 65% towaru trafia do Niemiec, pozostała część do Holandii, Francji i Belgii (6).
Krajowy rejestr obejmuje obecnie 9 odmian, natomiast w uprawie znajduje się większa ich liczba. Można je podzielić na dwie grupy. Do pierwszej zalicza się odmiany całkowicie męskie. Natomiast do drugiej należą odmiany dwupienne (odmiany wytwarzające cienkie wypustki, o wyższej żywotności roślin) oraz tetraploidalne dwupienne (odmiany wytwarzające grube wypustki, a zarazem o mniejszej żywotności roślin) (7).
Odmiany męskie, wcześniejsze i plenniejsze oraz niezachwaszczające plantacji trudnymi do zwalczenia siewkami szparaga, mają jednak większe od dwupiennych wymagania glebowe, zaś ich nasiona i karpy są droższe. Z tej grupy odmian w naszym kraju zarejestrowane są dwie holenderskie – Franklim i Gynlim – wyjątkowo plenne, ale wymagające bardzo dobrych stanowisk (zwłaszcza odmiana Gynlim o wypustkach doskonałej jakości, ale niezbyt grubych).
Z odmian całkowicie męskich spotyka się też w uprawie odmiany niezarejestrowane: Backlim, Boonlim, Carlim, Horlim, Grolim i Thielim. Odmiany niemieckie: HuchelsAlpha, SchwetzingerMeisterschuss i Eposs są dwupienne. HuchelsAlpha jest następczynią znanej u nas Huchel’sLeistungsauslese, która wraz z SchwetzingerMeisterschuss należy do najstarszych uprawianych odmian. Są one o 20-30% mniej plenne niż holenderskie odmiany całkowicie męskie, ale mają dobrej jakości wypustki i są mniej wymagające pod względem warunków uprawy, ponieważ udają się również na bardzo słabych glebach i są mało wymagające w stosunku do nawożenia i nawadniania. Eposs jest nowszą odmianą, dającą duży plon dobrej jakości wypustek. Z kolei z trzech zarejestrowanych odmian francuskich, Dartagnan jest całkowicie męska, a Dariana i Cipres – dwupienne. Wszystkie są bardzo wczesne i bardzo plenne. Ich wadą jest gorsza jakość wypustek w okresach wysokiej temperatury oraz większa wrażliwość na choroby, ze względu na gęsty pokrój części nadziemnej roślin (8).
Szparagi podlegają także podziałowi w zależności od sposobu ich uprawy. Dzieli się je na bielone, których wypustki rosną w ziemi bez dostępu światła oraz zielone, hodowane na świetle, wskutek czego podlegają one procesowi fotosyntezy. Niemniej jednak, szparagi zielone, produkowane na masową skalę w wielu krajach, w Polsce są mniej popularne, pomimo że ich hodowla odznacza się mniejszą pracochłonnością uprawy, większą możliwością jej zmechanizowania, jak również wyższą wartością odżywczą, a zielone wypustki są bardziej zasobne w witaminy, i zarazem uboższe w saponiny. Zjawisko to wytłumaczyć można ich wadą, jaką jest mniejsza trwałość w obrocie, aniżeli szparagów bielonych (7).
Charakterystyka botaniczna i wymagania uprawowe rośliny
Szparag jest w uprawie rośliną dwupienną, wieloletnią, zielną. Jest gatunkiem byliny z rodziny szparagowatych (Asparagus). Jako warzywo szparag znany był już w starożytnym Egipcie 5000 lat temu, a w Grecji i Rzymie w II w. p.n.e. W Europie Północnej upowszechnił się w uprawie w XVI w. Część podziemną, tzw. karpę, stanowi krótkie, rozgałęzione i zdrewniałe kłącze, rozrastające się corocznie w górę i na boki. Z dolnej części karpy i z boków wyrastają następnie korzenie mięsiste i włókniste. Korzenie mięsiste odpowiedzialne są za pobieranie, a zarazem magazynowanie składników pokarmowych. Z kolei korzenie włókniste, których jedyną rolą jest pobieranie składników pokarmowych, wyrastają corocznie z korzeni mięsistych i jesienią zamierają. Natomiast z pączków znajdujących się w górnej części karpy, co roku na wiosnę wyrastają młode pędy, tzw. wypustki, stanowiące część jadalną szparagów. Nie zebrane w odpowiednim terminie stają się jednak zdrewniałe, łykowate, a tym samym nienadające się do spożycia (6-9).
Wartym uwagi jest fakt, że szparag jest rośliną klimatu umiarkowanego, wskutek czego karpy znajdujące się w ziemi dobrze wytrzymują niskie temperatury i jedynie przy bardzo mroźnych oraz bezśnieżnych zimach mogą być uszkadzane poprzez mróz, czego konsekwencją jest opóźnione wyrastanie wypustek i obniżka plonu. Teren pod szparagarnię powinien być więc dobrze nasłoneczniony i osłonięty od silnych wiatrów, które mogą być przyczyną wyłamywania pędów, zwłaszcza w glebach lekkich i przy płytkim sadzeniu karp. Wymagań tych nie spełniają w naszym kraju rejony nadmorskie i podgórskie (6, 7, 9, 10).
Zaletą uprawy szparaga są także jego nieduże wymagania wodne, gdyż ma on głęboki i silnie rozwinięty system korzeniowy. Jednakże długotrwała susza może skutkować niższym i gorszym jakościowo plonem. Optymalny poziom wody gruntowej wynosi 80-100 cm. Jednak niedobór opadów, w szczególności w lipcu i sierpniu, może być przyczyną spadku plonu w roku następnym, ze względu na ograniczenie wzrostu pędów i mniejsze nagromadzenie materiałów zapasowych w karpie (6, 7, 9, 10).
Do uprawy szparaga bielonego nadają się gleby lżejsze, szybko obsychające i nagrzewające się na wiosnę, na których łatwiejsze jest usypywanie wałów i zbiór wypustek, zaś plon i jego jakość są wyższe. Najbardziej przydatne do tego celu są zasobne w próchnicę gleby gliniasto-piaszczyste i piaszczysto-gliniaste, a także piaszczyste z podłożem gliniastym do głębokości nie mniejszej niż 50 cm. Z kolei, plantacje szparagów zielonych mogą być zakładane na glebach zwięźlejszych, ale również przepuszczalnych. Nieprzydatne są gleby ciężkie, podmokłe i kamieniste. Odczyn gleby powinien być zbliżony do obojętnego (pH 6,0-7,5). Gleby kwaśne wapnuje się na dwa lata przed założeniem plantacji, a jeśli zachodzi potrzeba – także dodatkowo w roku poprzedzającym. Szparag często nazywany jest więc „złotem piaszczystych gleb” (6, 7, 9, 10).
Właściwości prozdrowotne i wartość żywieniowa szparaga lekarskiego
Roślina ta jest zasobna w biologicznie czynne związki, jednak jej spożycie uwarunkowane jest także walorami smakowymi i niską wartością energetyczną (tab. 1). Korzenie i kłącza zawierają m.in. asparaginę, saponiny sterydowe (pochodne sarsasapogeniny i diosgeniny), kumarynę, koniferynę, wanilinę, rutynę, fruktany, lotne olejki, karotenoidy (fizaminę, kapsantynę). W zielu stwierdzono m.in. glikozyd koniferynę, kwas chelidonowy, saponiny oraz znaczne ilości aminokwasu asparaginy wraz z tyrozyną, argininą i metylosulfoniową pochodną metioniny. W owocach wyodrębniono m.in. kapsantynę, fizaminę i znikome ilości alkaloidów (11).
Tabela 1. Skład i wartość odżywcza 100 g części jadalnych surowego szparaga (57).
| Wartość odżywcza surowego szparaga | Zawartość w 100 g części jadalnych |
| Woda | 93,7 g |
| Białko ogółem, w tym wyłącznie białko roślinne. | 1,9 g |
Zawartość poszczególnych aminokwasów na poziomie:
izoleucyna
leucyna
lizyna
metionina
cystyna
fenyloalanina
tyrozyna
treonina
tryptofan
walina
arginina
histydyna
alanina
kwas asparaginowy
kwas glutaminowy
glicyna
prolina
seryna | 60 mg
105 mg
105 mg
31 mg
21 mg
60 mg
49 mg
65 mg
27 mg
86 mg
91 mg
37 mg
133 mg
253 mg
489 mg
79 mg
133 mg
75 mg |
| Tłuszcz ogółem, w tym: | 0,2 g |
kwasy tłuszczowe nasycone ogółem, a wśród nich:
C16:0
C18:0 | 0,05 g
0,04 g
0,01 g |
| kwasy tłuszczowe jednonienasycone ogółem: | 0 g |
kwasy tłuszczowe wielonienasycone ogółem, a wśród nich:
C18:2
C18:3 | 0,11 g
0,1 g
0,01 g |
| Węglowodany ogółem, w tym: | 3,7 g |
sacharoza
skrobia
błonnik pokarmowy | 0,1 g
0,1 g
1,5 g |
| Popiół ogółem, w tym: | 0,5 g |
Na
K
Ca
P
Mg
Fe
Zn
Cu
Mn
J | 2 mg
300 mg
22 mg
52 mg
18 mg
0,7 mg
0,9 mg
0,08 mg
0,20 mg
7,0 μg |
Witaminy, w tym:
witamina A (jako ekwiwalent retinolu)
β-karoten
witamina E
tiamina
ryboflawina
niacyna
witamina B6
foliany
witamina C | 707 μg
4243 μg
1,88 mg
0,106 mg
0,192 mg
0,58 mg
0,28 mg
193 μg
67,8 mg |
Fruktany obecne w szparagach należą do grupy neoinulin, przy czym w korzeniach występują one w ilości 1-1,5 g/100 g (12), zaś w świeżej masie pędów znajduje się 1,8 g/100 g (w tym 1,0 g o DP 3-10, 0,8 g o DP > 10) (13). Zawartość i rodzaj fruktanów znajdujących się w korzeniach szparagów determinowana jest także ich odmianą. W oparciu o wyniki badania Cairns (14) (tab. 2) poziom fruktanów u 7 odmian szparaga lekarskiego kształtuje się odpowiednio na poziomie 81-98%
Tabela 2. Zawartość fruktanów o DP ≥ 5/100 g świeżej masy korzeni oraz procentowa zawartość ogółu fruktanów w świeżej masie korzeni u 7 badanych odmian szparaga lekarskiego (14).
| Odmiana | Zawartość fruktanów o DP ≥ 5/100 g świeżej masy korzeni |
Procent ogółu fruktanów w świeżej masie korzeni |
| Franklin | 0,149±0,012 g |
96 |
| Geynlim | 0,91±0,015 g |
88 |
| Venlim | 0,125±0,022 g |
89 |
| Boonlim | 0,97±0,029 g |
84 |
| Connover`sColossal | 0,163±0,025 g |
90 |
| Cito | 0,63±0,08 g |
81 |
| Lucellus | 0,112±0,06 g |
98 |
DP – stopień polimeryzacji, czyli liczba jednostek β-D-fruktofuranozy w łańcuchu.
Badanie to dowiodło więc, że fruktany o DP ≥ 5 stanowią dominującą część fruktanów we wszystkich odmianach korzenia szparaga lekarskiego (stanowiąc 81-98% obecnych fruktanów), zaś oligosacharydy o DP 3 i 4 wykazują niski udział wśród ogółu fruktanów obecnych w korzeniach szparaga lekarskiego, stanowiąc 2-19% ogółu fruktanów. Wyniki te potwierdzają rezultaty poprzednich badań (15-20) z udziałem korzeni szparaga lekarskiego, które dowodziły obecności fruktanów o DP mieszczącym się w przedziale od 5 do 12. Natomiast badanie Fuentes-Alventosa i wsp. (21) wykazało obecność fruktanów także w produktach ubocznych przemysłowej obróbki szparagów, przy czym ich ilość uzależniona była od zastosowanej metody ich przetwarzania i kształtowała się na poziomie od 0,02 do 0,14 g/100 g suchej masy pędów. Najwyższą zawartość fruktanów odnotowano po intensywnej obróbce produktów ubocznych z udziałem etanolu, przy czym były to głównie fruktooligosacharydy (FOS), a nie inulina jak uprzednio wykazali Shiomi i wsp. (22). Zawartość FOS w produktach ubocznych uzyskanych w trakcie przemysłowej obróbki pędów szparagów wynosiła około 0,4 g/100 g suchej masy pędów, przy czym dalszy proces ich obróbki skutkował zmniejszeniem zawartości FOS o 25-95%, co wynika z wysokiej rozpuszczalności FOS w mieszaninie wody i etanolu, nawet w temperaturze pokojowej.
Wśród saponin zaliczanych do steroidowych glikozydów, szparagi są dobrym źródłem protodioscyny. Działalność tego związku została opisana w licznych badaniach, jednakże jego szczególne znaczenie wynika z cytotoksyczności wobec komórek ludzkiego raka (23-26) oraz stymulacji pracy systemu immunologicznego (27-30). Z kolei Fuentes-Alventosa i wsp. (21) w swym doświadczeniu wykazali, że saponiny te są również obecne w handlowym preparacie (proszku) pozyskanym z produktów ubocznych – dolnych części pędów szparagów. Te bioaktywne związki występują w ilości od 0,21 do 0,36 g/100 g suchej masy pędów. Jednakże w trakcie ich dalszej intensywnej obróbki, próbki traktowane etanolem odznaczały się wyższą ich zawartością, aniżeli próbki traktowane wodą. Poza tym zastosowanie łagodnych zabiegów ich obróbki skutkowało prawie taką samą zawartością saponin we wszystkich próbkach. Na ogół próbki produktów ubocznych pozyskanych z dolnych części pędów szparaga poddane łagodnym zabiegom, wykazywały statystycznie niższą zawartość saponin, aniżeli próbki poddane intensywnym zabiegom. Prawdopodobnie był to skutek wyższej rozpuszczalności saponin, zawartych w materiale poddawanym łagodnym zabiegom aniżeli zabiegom intensywnym. Wyniki te są zgodne z rezultatami wcześniejszych badań, w tym m.in. Wanga i wsp. (25), według których 100 g świeżych pędów szparaga zawiera 0,025 g protodioscyny.
Z kolei flawonoidy będące związkami fenolowymi o wysokim stopniu aktywności przeciwutleniającej, wykazują przeciwnowotworowe i antybiotyczne działanie na organizm człowieka, dzięki czemu przypisuje się im właściwości zapobiegania chorobom układu krążenia (31-33). Rutyna oraz kwercetyna są najczęściej występującymi flawonoidami w szparagach, oprócz innych, które zostały niedawno opisane (34). Badanie Bor-Sen'a i wsp. (35) wykazało, że zielone pędy szparagów zawierają odpowiednio 3,07 i 2,84 mg/100 g swieżej masy rutyny i kwercetyny. Flawonoidy są odpowiedzialne za antyoksydacyjne właściwości szparagów, czego dowiodło wielu autorów m.wsp. (35-37). Kolejne badanie Fuentes-Alventosa i wsp. (21) wykazało jednak, iż tylko trzy z przebadanych próbek zawierają statystycznie znaczące ilości flawonoidów. Były to próbki poddane intensywnej obróbce z udziałem etanolu oraz delikatnej obróbce z udziałem wody. Prawdopodobnie był to wynik procesu hydrolizy, który nastąpił w ciągu 60 min obróbki pozostałych próbek badanego materiału, co spowodowało obniżenie ich zawartości aż o 43,9%. Ważne jest więc zoptymalizowanie procesu obróbki produktów ubocznych pozyskanych z dolnych części pędów szparagów, aby w jak największym stopniu zniwelować straty flawonoidów.
Kwasy hydroksycynamonowe, w tym zwłaszcza kwas ferulowy, również wykazują silne właściwości przeciwutleniające. Tak więc, kwas ferulowy może być korzystny w zapobieganiu zaburzeń związanych ze stresem oksydacyjnym, w tym choroby Alzheimera, cukrzycy, nowotworom, nadciśnieniu tętniczemu, miażdżycy, chorobom o podłożu zapalnym i innym (39-41). Związanie kwasu ferulowego z błonnikiem powoduje jego deestryfikację w świetle jelita, co może zapewnić jego powolne uwalnianie. To z kolei może skutkować wydłużeniem jego korzystnego efektu fizjologicznego (42).
Hydroksycynamonowymi kwasami występującymi w zielonych pędach szparagów są głównie kwas kumarowy, kwas ferulowy oraz jego dimery, przy czym dolne i środkowe części tych pędów są ich bogatszym źródłem aniżeli górne części, szczególnie po zakończeniu okresu przechowywania (43). W bogatym w błonnik proszku (21), zawartość kwasu hydroksycynamonowego (HCA) wahała się od 0,23 do 0,49 g/100 g, zaś zawartość pochodnych kwasu ferulowego (FAD) wynosiła od 0,08 do 0,18 g/100 g.
Wśród wszystkich przebadanych próbek, istotne znaczenie w zawartości kwasów hydroksycynamonowych w finalnym produkcie, tj. bogatym w błonnik proszku, odegrał wybór systemu ich suszenia. Proszek o wyższej zawartości HCA uzyskano dzięki sublimacyjnemu wysuszeniu próbek w porównaniu z próbkami suszonymi w piecu. Uzyskane wyniki były wyższe niż otrzymane przez Rodrígueza i wsp. (43), którzy w swym badaniu wykorzystali zielone pędy szparagów, a zarazem niższe niż stwierdzono w badaniu Jaramillo i wsp. (44) z udziałem białych pędów szparagów. Ważne jest, aby uwzględnić fakt, że autorzy ci, podczas swych badań analizowali wyłącznie górną, jadalną, handlową część pędu. Ponadto, Rodríguez-Arcos i wsp. (45) dowiedli, że proces przechowywania szparagów również skutkuje przyrostem zawartości kwasów HCA i FAD oraz jego monomerów, dimerów i trimerów poprzez utwardzanie (sieciowanie) polimerów ściany komórek roślinnych. Oznacza to, że produkty uboczne przemysłowej obróbki szparagów są twardsze i bardziej włókniste aniżeli ich części jadalne, dlatego też zawartość HCA i FAD jest w nich większa.
Szparag jest także źródłem roślinnych steroli. Rola żywieniowa fitosteroli związana jest z ich zdolnością do obniżania poziomu cholesterolu we krwi oraz z kompetencyjnym hamowaniem wychwytu cholesterolu jelitowego (46-49). β-Sitosterol jest najczęściej występującym związkiem w grupie fitoskładników obecnych w pędach szparagów, a co za tym idzie w ich produktach ubocznych. W proszku bogatym w błonnik, ilość analizowanych fitosteroli wahała się pomiędzy 0,06 i 0,10 g/100 g. Ilość ta zmieniała się w zależności od rodzaju zastosowanego rozpuszczalnika oraz intensywności przemysłowej obróbki produktów ubocznych pędów szparaga, w przeciwieństwie do systemu suszenia, który nie wywierał żadnego wpływu. Tym samym, próbki poddane działaniu etanolu, a zwłaszcza delikatnej obróbce, odznaczały się większą zawartością steroli niż próbki poddane działaniu wody, a w szczególności intensywnej obróbce (21).
Pomimo że owoce szparagu lekarskiego nie są jadalne, są one źródłem wartościowych karotenoidów, ponieważ wykazują właściwości przeciwutleniające. Deli i wsp. (50), wykazali, że zarówno dojrzałe, jak i niedojrzałe owoce szparagów zawierają kapsantynę, kapsorubinę, kapsantynę 5,6-epoksydową, anteraksantynę, wiolaksantynę, neoksantynę, epimery mutatoksantyny, zeaksantynę, luteinę, β-ksantynę, β-karoten oraz izomery cis karotenoidów. Jest to podstawa do próby wyizolowania i wykorzystania tych związków podczas produkcji suplementowanych produktów żywnościowych.
Szparag lekarski jest również cennym źródłem składników mineralnych, jednakże jak wykazało badanie Moreno-Rojas i wsp. (51) wraz ze spadkiem średnicy pędów świeżych szparagów ich stężenie obniża się, co szczególnie było widoczne u pędów o średnicy mniejszej niż 9 mm. Ponadto odnotowano istotne statystycznie zróżnicowanie stężenia składników mineralnych, w zależności od badanej części rośliny. Najwyższe stężenie występowało w szczytowych częściach pędów szparagów. Analogiczne wyniki uzyskali także López i wsp. (52). Na stężenie składników mineralnych wpływ mają także warunki uprawy szparagów, wskutek czego odmiany zielone odznaczają się większym stężeniem tkankowym N, K, P, S, Na i Zn, podobnym Fe, Al, Cu, w porównaniu z odmianami białymi, a także sposób uprawy, ponieważ wykazano, że hodowla sposobem szklarniowym z wykorzystaniem tworzyw sztucznych lub trocin jako materiału budulcowego poprawia akumulację składników mineralnych przez mięsiste korzenie szparagów. Dowodem tego jest większa zawartość wymienionych składników mineralnych w odmianach białych hodowanych tym sposobem, aniżeli hodowanych w naturalny sposób (53).
Proces dojrzewania jest kolejnym czynnikiem determinującym stężenie składników mineralnych w pędach szparaga, gdyż wraz z jego wydłużaniem następuje wzmożona akumulacja Ca, Mg i P, a zarazem osłabiona Na u białych szparagów (czego nie odnotowano w przypadku odmian zielonych) (52). Wzrost ten jest również zauważalny wraz z trwaniem cyklu wegetacyjnego owych roślin, przy czym jest on szczególnie widoczny w częściach wierzchołkowych pędów szparagów (54). Procesy handlowe również mają swoje odzwierciedlenie w stężeniu składników mineralnych, a co za tym idzie ich biodostępności. I tak na przykład proces płukania istotnie statystycznie obniża stężenie Fe i Mg, z kolei blanszowanie powoduje nieznaczny ubytek Fe i Ca, zaś puszkowanie (konserwowanie) powoduje wymywanie Cu, Mn, Fe, Mg, a szczególnie Ca, Fe, Mn, wobec których odnotowano istotne statystycznie różnice między grupami (55). Kluczową rolę odgrywa także proces mrożenia, który w istotny statystycznie sposób obniża zawartość w surowych szparagach składników mineralnych, tj. Cu, Fe, Zn, Mn i K (56) oraz wyżej wspomnianych znaczących dla procesów fizjologicznych zachodzących w organizmie związków, tj. saponin i flawonoidów (57).
Podsumowanie
Szparag lekarski jest warzywem charakteryzującym się niską wartością energetyczną, przy równoczesnej wysokiej zawartości składników odżywczych, w tym biologicznie czynnych związków. Oprócz witamin (A, C, E, karotenoidów oraz z grupy B) pędy szparagów zawierają także łatwostrawne białka, cukry (w tym fruktany typu neoinulin, głównie o stopniu polimeryzacji – DP ≥ 5), składniki mineralne (fosfor, potas, jod, wapń, magnez, żelazo, cynk). Z kolei wśród swoistych substancji bioaktywnych kluczową rolę odgrywają saponiny sterydowe (w tym znaczna ilość protodioscyny), kwasy hydroksycynamonowe (w tym znaczna ilość kwasu ferulowego), flawonoidy (w tym znaczna ilość rutyny), fitosterole (w tym znaczna ilość β-sitosterolu) o właściwościach przeciwutleniających. Spożywanie tego warzywa bądź suplementowanych produktów żywnościowych (z udziałem wyciągów z produktów ubocznych handlowego przetwarzania pędów szparaga) może więc wspomagać leczenie zaburzeń trawiennych, chorób sercowo-naczyniowych, a także opóźniać procesy starzenia.
Piśmiennictwo
1. Rodríguez R, Jiménez A, Fernandez-Bolaňos J i wsp. Dietary fibre from vegetable products as source of functional ingredients. Trends Food Sci Technol 2006; 17:3-15. 2. Vinson JA, Hao Y, Su X. Phenol antioxidant quantity and quality in foods: vegetables. J Agric Food Chem 1998; 46:3630-4. 3. Pellegrini N, Serafini M, Colombi B i wsp. Total antioxidant capacity of plant foods, beverages and oils consumed in Italy assessed by three different in vitro assays. J Nutr 2003; 133:2812-9. 4 Nindo CI, Sun T, Wang SW i wsp. Evaluation of drying technologies for retention of physical quality and antioxidants in asparagus. Eur Food Res Technol 2003; 36:507-16. 5. Fuentes-Alventosa JM, Rodríguez-Gutiérrez G, Jaramillo-Carmona S i wsp. Effect of extraction method on chemical composition and functional characteristics of high dietary fibre powders obtained from asparagus by-products. Food Chem 2009; 113:665-71. 6. Podymiak M. Wielkopolskie szparagi. Hasło Ogr 2005; Nr 8. 7. Orłowski M, Kołota E, Biesiada A. (red.). Szparag (Asparagus officinalis L.). W: Warzywnictwo. Wyd Uniw Przyrod, Wrocław, 2008; 427-37. 8. Knaflewski M. Uprawa szparagów coraz bardziej atrakcyjna. Hasło Ogr 2000; 10. 9. Stępka G. Rabarbar, szpinak, szparagi – warzywa mniej powszechne w produkcji. Hasło Ogr 2005; 5. 10. Knaflewski M. Zakładanie i prowadzenie szparagarni. Hasło Ogr 2000; 11. http://www.ho.haslo.pl/article.php?id=589. 11. Korszikow BM. Lecznicze właściwości roślin uprawnych. PWRiL, Warszawa 1991. 12. Kocsisova L, Praznik W, Cieślik E. Fructan content in cereals and vegetables cultivated under conventional and organic conditions. 9th Seminar on Inul in. Budapest 2002; 26. 13. Praznik W, Huber A, Löppert R. Characterization of carbohydrates and occurrence and potential of fructan plants. Renewable Biomaterials Ghent 2002; 72. 14. Cairns AJ. A reconsideration of fructan biosynthesis in storage roots of Asparagus officinalis L. New Phytologist 1992; 120:463-73. 15. Shiomi N, Yamada J, Izawa M. Isolation and identification of fructooligosaccharides in roots of Asparagus (Asparagus officinalis L.). Agricult Biol Chem1976; 40:567-75. 16. Shiomi N, Onodera S, Chatterton NJ i wsp. Separation of fructooligosaccharide isomers by anion exchange chromatography. Agricult Biol Chem 1991; 55:1427-8. 17. Shelton DR, Lacy ML. Effect of harvest duration on yield and on depletion of storage carbohydrates in Asparagus roots. J Am Soc Horticult Sci 1980; 105:332-5. 18. Shiomi N. Properties of fructosyltransferases involved in the synthesis of fructan in Liliaceous plants. J Plant Physiol 1989; 134:151-5. 19. Bancal P, Gaudillere JP. Oligofructan separation and quantification by high performance liquid chromatography. Application to Asparagus officinalis L. and Triticum aestivum L. Plant Physiol Biochem 1989; 11:745-50. 20. Forsythe KL, Feather MS, Gracz H i wsp. Detection of kestoses and kestose-related oligosaccharides in extracts of Festuca arundinacea, Dactytis glomerata and Asparagus officinalis L. root cultures and invertase by 13C and 1H nuclear magnetic resonance spectroscopy. Plant Physiol 1990; 92:1014-20. 21. Fuentes-Alventosa JM, Jaramillo-Carmona S, Rodríguez-Gutiérrez G i wsp. Effect of extraction method on phytochemical composition and antioxidant activity of high dietary fibre powders obtained from asparagus by-products. Food Chem 2009; 116:484-90. 22. Shiomi N, Benkeblia N, Onodera S i wsp. Saccharide and fructooligosaccharide contents, and invertase, 1-KHE, 1-SST, 1-FFT and 6G-FFT activities in green asparagus spears during storage: Effects of temperature and spear portion. J Appl Glycosci 2007; 54:187-94. 23. Shao Y, Poobrasert O, Kennelly EJ i wsp. Steroidal saponins from Asparagus officinalis and their cytotoxic activity. Planta Med 1997; 63:258-62. 24. Hibasami H, Moteki H, Ishikawa K i wsp. Protodioscin isolated from fenugreek (Trigonella foenum graecum L.) induces cell death and morphological change indicative of apoptosis in leukemic cell line H-60, but not in gastric cancer cell line KATO III. Int J Molecul Med 2003; 11:23-6. 25. Wang M, Tadmor Y, Wu Q-L i wsp. Quantification of protodioscin and rutin in asparagus shoots by LC/MS and HPLC methods. J Agric Food Chem 2003; 51:6132-6. 26. Chin CK. Functional elements from asparagus for human health. In Proceedings of the XI International asparagus symposium in Acta Horticult 2006. 27. Dong-Hua L, Rui-Rong Y, Yan S i wsp. Preliminary experimental results on the anticancer and immunestimulation effects with the extract of Asparagus officinalis L. The Chinese J Clin Pharmacol 1988; 1. 28. Qin Y. The Effects of Asparagus officinalis L. on NK activity of human peripheral blood lymphocytes. J Guiyang Med Coll 1992; 3. 29. Qin Y. The effects of Asparagus officinalis L. on cellular immunity in mice. J Guiyang Med Coll 1992. 30. Bing G. The effect of Asparagus and its extract on phagocytic function of macrophages in mice. J Guiyang Med Coll 1995; 4. 31. Nijveldt RJ, VanNood E, VanHoorn DE i wsp. Flavonoids: A review of probable mechanisms of action and potential applications. Am J Clin Nutr 2001; 74:418-25. 32. Tang XH, Gao J. Inhibitory effects of juice from Asparagus officinalis L. on cyclophosphamide (CTX)-induced mutagenic activities in mice. Nanjing University (Natural Sciences) 2001; 37:569-73. 33. Cushine T, Lamb AJ. Antimicrobial activity of flavonoids. Int J Antimicrob Agents 2005; 26:343-56. 34. Fuentes-Alventosa JM, Rodríguez G, Cermeňo P i wsp. Identification of flavonoid diglycosides in several genotypes of asparagus from the Huétor-Tájar population variety. J Agric Food Chem 2007; 55:10028-35. 35. Bor-Sen W, Lee-Wen Ch, Horng-Cherng W i wsp. Antioxidant and antityrosinase activity of aqeous extracts of green asparagus: Food Chem 2011; 127:141-146. 36. Guillén R, Rodríguez R, Jaramillo S i wsp. Antioxidant from asparagus spear: Phenolics. Acta Horticult 2008; 776:247-54. 37. Makris DP, Rossiter JT. Domestic processing of onion bulbs (Allium cepa) and asparagus spears (Asparagus officinalis): Effect on flavonol content and antioxidant status. J Agric Food Chem 2001; 49:3216-22. 38. Rodríguez R, Jaramillo S, Rodríguez G i wsp. Antioxidant activity of ethanolic extracts from several asparagus cultivars. J Agric Food Chem 2005; 53:5212-7. 39. Shimoyamada M, Suzuki M, Sonta H i wsp. Antifungal activity of the saponin fraction obtained from Asparagus officinalis L. and its active principle. Agric Biol Chem 1990; 54:2553-7. 40. Jang DS, Cuendet M, Fong HHS i wsp. Constituents of Asparagus officinalis evaluated for inhibitory activity against cyclooxygenase-2. J Agric Food Chem 2004; 52:2218-22. 41. Zhao Z, Moghadasian MH. Chemistry, natural sources, dietary intake and pharmacokinetic properties of ferulic acid: A review. Food Chem 2008; 109:691-702. 42. Plate AYA, Gallaher DD. The potential health benefits of corn components and products. Cereal Foods World 2005; 50:30514. 43. Rodríguez R, Jaramillo S, Guillén R i wsp. Cell wall phenolics of white and green asparagus. J Sci Food Agric 2005; 85:971-8. 44. Jaramillo S, Rodríguez R, Jiménez A i wsp. Effects of storage conditions on the accumulation of ferulic acid derivatives in white asparagus cell wall. J Sci Food Agric 2007; 87: 286-96. 45. Rodríguez-Arcos R, Smith AC, Waldron KW. Ferulic acid cross-links in asparagus cell wall in relation to texture. J Agric Food Chem 2004; 52:4740-50. 46. Huisheng M. The effects by fedding Asparagus spears on cholesterol levels of mice blood and liver. Acta Sci Nat Univ Pekinesis 1989; 2. 47. Huisheng M. The effects by eating Asparagus spears on blood-lipid levels of human body. Acta Sci Nat Univ Pekinesis 1990; 3. 48. Jingda S, Zhimin Ch, Keji L i wsp. The therapeutic effect of asparagus and lentinus juice on hyperlipidemia. Acta Nutrimentasin. 1998; 1. 49. Jiménez-Escrig A, Santos-Hidalgo AB, Saura-Calixto F. Common sources and estimated intake of plant sterols in the Spanish diet. J Agric Food Chem 2006; 54:3462-71. 50. Deli J, Matus Z, Tóth G. Carotenoid composition in the fruits of Asparagus officinalis. J Agric Food Chem 2000; 48(7):2793-6. 51. Moreno-Rojas R, Zurera-Cosano G, Amaro-López MA. Mineral elements distribution in fresh asparagus. J Food Comp Anal 1992; 5(2):168-71. 52. López MA, Cosano GZ, Rojas RM i wsp. Mineral content modifications during ripening of asparagus (Asparagus officinalis L.). Plant Food Human Nutr 1996; 49(1):13-26. 53. Makus DJ. Mineral nutrient composition of green and white asparagus spears. Hort Science: a publication of the Am Soc Hortic Sci 1994; 29(12):1468-9. 54. Amaro-López MA, Zurera-Cosano G, Moreno-Rojas R i wsp. Influence of vegetative cycle of asparagus (Asparagus officinalis L.) on copper, iron, zinc and manganese content. Plant Food Human Nutr 1995; 47(4):349-55. 55. López G, Periago M, Ortuno J i wsp. Modifications in the mineral content of green asparagus (Asparagus officinalis L.) during development and processing (blanching and canning). J Food Qual 1997; 20(5):461-9. 56. Amaro MA, Zurera G, Moreno R. Nutritional estimation of changes in mineral content during frozen storage of white asparagus. J Food Qual 1998; 21(6):445-58. 57. Xiong G, Zhou M, Ye L i wsp. The change of functional components in Asparagus officinalis during storage period. Food Sci 2005; 26(9):537-9. 58. Kunachowicz H, Nadolna I, Przygoda B, Iwanow K (red.). Szparag (Asparagus officinalis L.). W: Tabele składu i wartości odżywczej żywności. Wyd PZWL, Warszawa 2005.
otrzymano/received: 2011-10-14
zaakceptowano/accepted: 2011-10-20
Adres/address:
*prof. dr hab. inż. Ewa Cieślik
Katedra Technologii Gastronomicznej i Konsumpcji, Wydział Technologii Żywności, Uniwersytet Rolniczy im. H. Kołłątaja
ul. Balicka 122, 30-149 Kraków
tel.: (12) 662-48-26
e-mail: rrciesli@cyf-kr.edu.pl
