© Borgis - Postepy Fitoterapii 2, s. 89-93
*Anna Kędzia1, Barbara Kochańska2, Aida Kusiak3, Andrzej W. Kędzia4, Maria Wierzbowska1, Ewa Kwapisz1
Aktywność olejku pomarańczowego (Oleum Aurantii) wobec bakterii beztlenowych
The activity of orange oil (oleum aurantii) against anaerobic bacteria
1Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu i Katedry: dr hab. Anna Kędzia, prof. ndzw.
2Katedra i Zakład Stomatologii Zachowawczej Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu i Katedry: dr hab. Barbara Kochańska, prof. ndzw
3Katedra i Zakład Periodontologii i Chorób Błony Śluzowej Jamy Ustnej
Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu i Katedry: dr hab. Aida Kusiak
4Klinika Diabetologii i Otyłości Wieku Rozwojowego, Katedra Auksologii Klinicznej i Pielęgniarstwa
Pediatrycznego Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Zakładu i Katedry: dr hab. Andrzej W. Kędzia
Summary
A total of 33 strains of anaerobic bacteria isolated from infections of oral cavity were tested. The susceptibility (MIC) of anaerobes to orange oil (Avicenna-Oil, Wrocław) was determined by means of plate dilution technique in Brucella agar with 5% defibrinated sheep blood. Inoculum containing 105 CFU/spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar with and without oil (strain growth control). The inoculated plates were incubated at 37°C for 48 h in anaerobic jars. The MIC was defined as the lowest concentration of the oil inhibiting visible growth of anaerobic strains. The results indicated that the most susceptible to tested essential oil from tested anaerobes were the Gram-negative rods from genus Bacteroides vulgates, Gram-positive cocci from genus Peptostreptococcus anaerobius and rods Propionibacterium acnes (MIC in ranges 5.0-7.5 mg/ml). The strains from the genera of Prevotella intermedia and Propionibacterium granulosum were the lowest sensitive to orange oil (MIC in ranges from 7.5 to 10.0 mg/ml). The MIC for 79% of all tested strains was in the concentration = 7.5 mg/ml.
Key words: orange oil, anaerobes, susceptibility, infections, oral cavity
Pomarańcze są wymieniane w chińskich rękopisach pochodzących sprzed 4 tysięcy lat (1). W XII wieku ówcześni żeglarze przywieźli je do Indii, a potem w XV wieku dotarły one do Europy (2). W XVIII w. powstały pierwsze plantacje pomarańczy w Hiszpanii, a w XIX w. we Włoszech, głównie na Sycylii i w Kalabrii (1). Obecnie są uprawiane w Izraelu, Brazylii i USA. Wiecznie zielone drzewo pomarańczy chińskiej (Citrus sinensis L. Osbeck, syn. C. aurantium L. var. sinensis) należy do rodziny Rutaceae. Osiąga wysokość 6-9 m. Wytwarza owalne lub eliptyczne ciemnozielone liście o długości 5-15 cm i szerokości 2-8 cm oraz białe kwiaty o przyjemnym zapachu, z których powstają owoce jagodowe (pomarańcze) (1, 2). Owoce składają się z trzech warstw, tzw. egzokarpu, mezokarpu i endokarpu. Egzokarp, zewnętrzna część skórki świeżego owocu, służy do otrzymywania olejku pomarańczowego metodą wytłaczania lub destylacji z parą wodną. Olejek pomarańczowy (Oleum Aurantii) jest barwy od żółtej do brunatnej, o aromatycznym zapachu i słodkawym smaku. Jego skład i właściwości różnią się zależnie od miejsca pochodzenia owoców i sposobu otrzymywania. Ma przyjemny zapach, za który odpowiada octan oktylu. Olejek zawiera m.in. (+)limonen (70-90%), linalol, α-pinen, β-myrcen, β-tujon, β-cymen, cytronellal, terpineol, aldehyd n-dodecylowy, kumaryny, flawonoidy, taniny i saponiny (1-9). Olejek i skórka pomarańczowa często stosowane są do celów spożywczych (ciasta, napoje, soki, słodycze, desery, likiery). Olejek wykorzystywany jest także w przemyśle perfumeryjnym i kosmetycznym (szampony, mydła, kremy, balsamy, odżywki, płyny do kąpieli) i do produkcji środków czystości. Jest dodawany do leków, szczególnie przeznaczonych dla dzieci, jako środek poprawiający smak i zapach. Olejek wykazuje też różne właściwości lecznicze. Działa wykrztuśnie, żółciopędnie, rozkurczowo, pobudza wydzielanie soków trawiennych. Ponadto działa uspokajająco, przeciwdepresyjnie i ułatwia zasypianie. Może być stosowany do kąpieli relaksujących i w nawilżaczach powietrza. Jako antyseptyk znalazł zastosowanie w chorobach jamy ustnej i górnych dróg oddechowych (np. do inhalacji, w stężeniach wynoszących od 0,01 do 0,02%) i do łagodzenia nerwobólów. Może powodować fotouczulenia (promienie słoneczne i UV).
Z badań wynika, że pomarańcze zawierają flawonoidy, które mogą obniżać ryzyko chorób sercowo-naczyniowych, dzięki ich właściwościom przeciwutleniajacym (2, 10-12, 14-18). W doświadczeniach przeprowadzonych na zwierzętach wykazano, że zawarty w olejku pomarańczowym d-limonen działa przeciwnowotworowo oraz zapobiega skutkom chemioterapii (19, 20). Wyniki wielu badań wskazują na przeciwdrobnoustrojowe działanie olejku (2, 5, 6, 8-10, 14, 17, 18, 21-35). Wykazano aktywność wobec różnych bakterii (2, 5, 6, 8, 10, 14, 17, 18, 21-25, 27, 28). Udowodniono też działanie na niektóre grzyby drożdżopodobne i pleśniowe (2, 6, 9, 10, 14, 22, 26, 30-32), działanie przeciwwirusowe (17, 35), przeciwpierwotniakowe (2, 33, 35) oraz przeciw niektórym insektom (2, 29, 34). Aktywność olejku pomarańczowego dotyczy różnych bakterii tlenowych i względnie beztlenowych. W wielu doświadczeniach wykazał on działanie wobec Gram-ujemnych pałeczek z gatunku Escherichia coli, w tym wysoce patogennego szczepu E. coli 0157:07, gatunków Campylobacter jejuni, C. coli, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae, Proteus vulgaris, Arcanobecter butzleri (6, 8, 10, 14, 17, 18, 22, 24, 26, 27) oraz bakterii Gram-dodatnich, tj. Bacillus cereus, B. subtilis, Staphylococcus aureus, S. epidermidis, Listeria monocytogenes i Corynebacterium spp. (5, 6, 10, 17, 18, 22, 24, 26-28). Prabuseenivasan i wsp. (18) wykazali działanie olejku pomarańczowego na następujące gatunki: Staphylococcus aureus, Bacillus subtilis, Klebsiella pneumoniae, Proteus vulgaris, Escherichia coli i Pseudomonas aeruginosa (MIC = 6,4-12,8 mg/ml). W doświadczeniach Morisa i wsp. (22) stężenia hamujące wzrost szczepów Staphylococcus aureus, Escherichia coli i Corynebacterium spp. wynosiły od 500 do > 1000 ?μg/ml. W kolejnych badaniach Nannapaneni i wsp. (36) wykazali skuteczne działanie olejku i jego składnika limonenu wobec szczepów Escherichia coli ATCC 11775 oraz 12 szczepów E. coli 0157:H7. Celikel i wsp. (6) stosując metodę krążkowo-dyfuzyjną uzyskali zahamowanie wzrostu szczepów E. coli, Listeria monocytogenes i S. aureus przez stężenia wynoszące 10-20 μl/krążek. Natomiast pałeczki Salmonella senftenberg (775W), E. coli, S. aureus i Pseudomonas spp. były wrażliwe na stężenia olejku wynoszące 1000 μl/ml. Również Fisher i wsp. (27) metodą krążkowo-dyfuzyjną wykazali aktywność olejku pomarańczowego wobec szczepów E. coli 0157, Campylobacter jejuni, Listeria monocytogenes, Bacillus cereus i Staphylococcus aureus. Strefy zahamowania wzrostu tych bakterii wynosiły od 14 do 27 mm. Nannapaneni i wsp. (25) badali działanie olejku pomarańczowego na szczepy Campylobacter jejuni wrażliwe na ciprofloksacynę (MIC < 0,5 μg/ml) i na nią oporne (MIC = 16-32 μg/ml) i zaobserwowali taką samą wrażliwość i oporność szczepów na olejek. Spośród bakterii beztlenowych oceniono wrażliwość na olejek pałeczek z rodzaju Propionibacterium (5) i laseczek z rodzaju Clostridium (28). W piśmiennictwie nie ma danych dotyczących aktywności olejku pomarańczowego wobec bakterii beztlenowych jamy ustnej.
Cel pracy
Celem pracy jest ocena wrażliwości na olejek pomarańczowy bakterii beztlenowych wyizolowanych z zakażeń jamy ustnej.
Materiały i metody
Materiały zostały pobrane od pacjentów dorosłych i dzieci z różnymi zakażeniami w obrębie jamy ustnej. Każdy materiał posiano na powierzchni podłoża wzbogaconego i kilku podłoży wybiórczych dla beztlenowców (37, 38). Inkubację podłoży prowadzono w temp. 37°C przez 10 dni w anaerostatach, w atmosferze 10% CO2, 10% H2 i 80% N2, w obecności katalizatora palladowego oraz wskaźnika warunków beztlenowych. Identyfikację wyhodowanych szczepów przeprowadzono na podstawie cech morfologicznych, fizjologicznych i biochemicznych, z uwzględnieniem systemu testów API 20A, zdolności kolonii do fluorescencji w promieniach UV, wytwarzania z glukozy niższych kwasów tłuszczowych (od C1 do C6) oraz kwasów mlekowego, fumarowego i bursztynowego (metodą chromatografii gazowej) (37-40). Badanie wrażliwości objęło 33 szczepy należące do gatunków: Prevotella buccalis (1 szczep), P. bivia (1), P. intermedia (3), P. loescheii (1), Porphyromonas asaccharolytica (2), P. gingivalis (2), Fusobacterium nucleatum (4), F. necrophorum (2), Bacteroides ureolyticus (2), B. fragilis (3), B. vulgatus (1), Finegoldia magna (2), Micromonas micros (1), Peptostreptococcus anaerobius (3), Propionibacterium acnes (3), P. granulosum (2) oraz 5 szczepów wzorcowych, w tym Bacteroides fragilis ATCC 25285, Fusobacterium nucleatum ATCC 25586, Finegoldia magna ATCC 29328, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337 i Propionibacterium acnes ATCC 11827.
Badania wrażliwości (MIC) bakterii beztlenowych na olejek pomarańczowy (Avicenna-Oil, Wrocław) przeprowadzono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella, który został wzbogacony dodatkiem 5% odwłóknionej krwi baraniej (41). Przed doświadczeniem olejek rozpuszczono w DMSO (Serva) uzyskując stężenie 100 μg/ml. Do dalszych rozcieńczeń użyto jałowej wody destylowanej. Badano następujące stężenia olejku: 20,0; 15,0; 10,0; 7,5; 5,0 i 2,5 mg/ml. Hodowlę zawierającą 105 CFU/kroplę nanoszono na powierzchnię agaru Brucella aparatem Steersa. Podłoże, które nie zawierało olejku stanowiło kontrolę wzrostu szczepów. Inkubację podłoży prowadzono w warunkach beztlenowych w anaerostatach przez 48 godzin w temp. 37°C. Za MIC przyjęto takie najmniejsze rozcieńczenie olejku pomarańczowego, które całkowicie hamowało wzrost testowanych bakterii beztlenowych.
Wyniki i omówienie
Uzyskane wyniki wrażliwości na olejek pomarańczowy 33 szczepów bakterii beztlenowych zebrano w tabeli 1, a szczepów wzorcowych w tabeli 2. Oceniane bakterie beztlenowe wykazały zbliżoną wrażliwość na olejek. Stężenia hamujące ich wzrost mieściły się w zakresie stężeń od 5,0 do 10,0 mg/ml. Aż 79% testowanych szczepów było wrażliwych na stężenie wynoszące 7,5 mg/ml. Na stężenie niższe (5,0 mg/ml) wrażliwość wykazało 12% szczepów. Natomiast 9% szczepów wymagało do zahamowania wzrostu użycia wyższego stężenia olejku, wynoszącego 10,0 mg/ml. Wśród Gram -ujemnych bakterii beztlenowych największą wrażliwość wykazał szczep z gatunku Bacteroides vulgatus (MIC = 5,0 mg/ml), a najmniejszą szczepy z gatunku Prevotella intermedia (MIC = 7,5-10,0 mg/ml). Spośród Gram-dodatnich bakterii pałeczki okazały się bardziej wrażliwe niż ziarniaki na stężenie wynoszące 5,0 mg/ml (odpowiednio 27 i 5% szczepów wrażliwych). Jednak wszystkie testowane Gram-dodatnie ziarniaki były wrażliwe w zakresie stężeń od 5,0 do 7,5 mg/ml. Natomiast wzrost Gram-dodatnich pałeczek był hamowany przez stężenia wynoszące 5,0-10,0 mg/ml. Największą aktywność wykazał olejek wobec ziarniaków z gatunku Peptostreptococcus anaerobius i pałeczek z gatunku Propionibacterium acnes (MIC = 5,0-7,5 mg/ml), a najniższą wobec szczepów z gatunku Propionibacterium granulosum (MIC = 7,5-10,0 mg/ml). Należy zaznaczyć, że olejek pomarańczowy był aktywny w stężeniach w zakresie 5,0-7,5 mg/ml wobec takiego samego odsetka szczepów Gram-dodatnich i Gram-ujemnych testowanych bakterii beztlenowych (po 91% szczepów wrażliwych). Podobnie szczepy wzorcowe wykazały wrażliwość na olejek w zakresie stężeń wynoszących od 5,0 do 7,5 mg/ml.
Tabela 1. Wrażliwość bakterii beztlenowych na olejek pomarańczowy.
| Drobnoustroje |
Liczba | Najmniejsze stężenie hamujące MIC (mg/ml) |
| 20,0 |
15,0 |
10,0 |
7,5 |
5,0 |
2,5 |
| Prevotella buccalis | 1 | | | | 1 | | |
| Prevotella bivia | 1 | | | | 1 | | |
| Prevotella intermedia | 3 | | | 2 | 1 | | |
| Prevotella loescheii | 1 | | | | 1 | | |
| Porphyromonas asaccharolytica | 2 | | | | 2 | | |
| Porphyromonas gingivalis | 2 | | | | 2 | | |
| Fusobacterium nucleatum | 4 | | | | 4 | | |
| Fusobacterium necrophorum | 2 | | | | 2 | | |
| Bacteroides ureolyticus | 2 | | | | 2 | | |
| Bacteroides fragilis | 3 | | | | 3 | | |
| Bacteroides vulgatus | 1 | | | | | 1 | |
| Gram-ujemne bakterie beztlenowe ogółem | | | | 2 | | 1 | |
| Finegoldia magna | 2 | | | | 2 | | |
| Micromonas micros | 1 | | | | 1 | | |
| Peptostreptococcus anaerobius | 3 | | | | 2 | 1 | |
| Gram-dodatnie ziarniaki beztlenowe ogółem | 6 | | | | | 1 | |
| Propionibacterium acnes | 3 | | | | 1 | 2 | |
| Propionibacterium granulosum | 2 | | | 1 | 1 | | |
| Gram-dodatnie pałeczki beztlenowe ogółem | 5 | | | 1 | | 2 | |
| Bakterie beztlenowe łącznie | | | | 3 | | 4 | |
Tabela 2. Wrażliwość wzorcowych szczepów bakterii beztlenowych na olejek pomarańczowy.
| Drobnoustroje |
Liczba szczepów |
Najmniejsze stężenie hamujące MIC (mg/ml) |
| 20,0 |
15,0 |
10,0 |
7,5 |
5,0 |
2,5 |
| Bacteroides fragilis ATCC 25285 | 1 | | | | 1 | | |
| Fusobacterium nucleatum ATCC 25586 | 1 | | | | 1 | | |
| Finegoldia magna ATCC 29328 | 1 | | | | 1 | | |
| Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337 | 1 | | | | 1 | | |
| Propionibacterium acnes ATCC 11827 | 1 | | | | | 1 | |
Wnioski
1. Największą wrażliwość olejek pomarańczowy wykazał wobec szczepów z gatunku Bacteroides vulgatus, Peptostreptococcus anaerobius i Propionibacterium acnes, a najniższą wobec pałeczek Prevotella intermedia i Propionibacterium garnulosum.
2. Oceniane Gram-ujemne i Gram-dodatnie bakterie beztlenowe wykazały zbliżoną wrażliwość na oceniany olejek.
Piśmiennictwo
1. Karambela M. Pomarańcza. Panacea 2007; 1(18):26-7. 2. Arora GR, Kalidhar SB. Biological activities of Citrus sinensis varieties – A review. 2010; 31(4):267-78. 3. Fuselli SR, Garcia de la Rosa SB, Equaras MJ i wsp. Chemical composition and antimicrobial activity of Citrus essences on honeybee bacterial pathogen Paenibacillus larvae, the cause agent of American foulbrood. World J Microbiol Biotechnol 2008; 24:2067-72. 4. Yan JL, Wang F, Yang LJ. Analysis of constituents of essential oils from fresh and dried pericarp of Citrus sinensis by GC-MS. Zhonggon Zhong Yao Za Zhi 2007; 32(6):506-8. 5. Seak BJ, Kim SS, Lee JA i wsp. Chemical composition and biological activities of essential oils extracted from Korean endemic Citrus species. J Microbiol Biotechnol 2008; 18(1):74-9. 6. Celikiel N, Kavas G. Antimicrobial properties of some essential oils against some pathogenic microorganisms. Czech J Food Sci 2008; 26:174-81. 7. Belletti N, Ndaguimana M, Sisto C i wsp. Evaluation of the antimicrobial activity of Citrus essences on Saccharomyces cerevisiae. J Agric Food Chem 2004; 52:6932-38. 8. Nannapaneni R, Chalova VI, Crandall PG i wsp. Campylobacter and Arcobacter species sensitivity to commercial orange oil fractions. Int J Food Microbiol 2009; 129:43-9. 9. Okwu DE, Awurum AN, Okoronkwo JI. Phytochemical composition and in vitro antifungal activity screening of extracts from citrus plants against Fusarium oxysporum of Okra Plant (Hibiscus esculentus). Afric Crop Sci Conf Proceedings 2007; 8:1755-8. 10. Johann S, Lopes de Oliveira V, Pizzolatti MG i wsp. Antimicrobial activity of wax and hexane extracts from Citrus spp. peels. Mem Inst Oswaldo Cruz 2007; 102(6): 681-85. 11. Tripoli E, Guardia MA, Giammanco S i wsp. Citrus flavonoids: Molecular structure, biological activity and nutritional properties: A review. Food Chem 2007; 104:466-79. 12. Di Majo D, Giammanco M, La Guardia M i wsp. Flavanones in Citrus fruit: Structure – antioxidant activity relationships. Food Res Intern 2005; 38:1161-6. 13. Ghasemi K, Ghasemi Y, Ebrahimazadeh MA. Antioxidant activity, phenol and flavonoid contents of 13 Citrus species peels and tissues. Pak J Pharm Sci 2009; 22(3):277-81. 14. Kirbaslar FG, Tavman A, Dulger B i wsp. Antimicrobial activity of Turkish Citrus peel oils. Pak J Bot 2009; 41(6): 3207-12. 15. Katiyar A, Singh D, Mishra BN. Essential oil: Production for health care in current scenario. Ann Biol Res 2010; 1(3):200-09. 16. Chalova VI, Crandall PG, Ricke SC. Microbial inhibitory and radical scavenging activities of cold-pressed terpeneless Valencia orange (Citrus sinensis) oil in different dispersing agents. J Sci Food Agric 2010; 90:870-6. 17. Dubey D, Balamurugan K, Agrawal RC i wsp. Evaluation of antibacterial and antioxidant activity of methanolic and hydromethanolic extract of sweet orange peels. Rec Res Sci Technol 2011; 3(11):22-5. 18. Prabuseenivasan S, Jayakumar M, Ignacimuthu S. In vitro antibacterial activity of some plant essential oils. BMC Compl Altern Med 2006; 6:39-47. 19. Crowell PL. Prevention and therapy of cancer by dietary monoterpenes. J Nutr 1999; 129(3):775S-8S. 20. Gould MN. Cancer chemoprevention and therapy by monoterpenes. Environ Health Perspect 1997; 105(Suppl. 4):977-9. 21. Ekwenye UN, Edeha OV. The antibacterial activity of crude leaf extract of Citrus sinensis (Sweet orange). Int J Pharm Bio Sci 2010; 1(4):742-50. 22. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Sci 1979; 56:595-03. 23. Karlovic Z, Anic I, Miletic I i wsp. Antibacterial activity of halothane eucalyptol and orange oil. Acta Stomat Croat 2000; 307-09. 24. Dabbah R, Edwards VM, Moats WA. Antimicrobial action of some Citrus fruit oils on selected food-borne bacteria. Appl Microbiol 1970; 19(1):27-31. 25. Nannapaneni R, Chalova VI, Story R i wsp. Ciprofloxacin-sensitive and ciprofloxacin-resistant Campylobacter jejuni are equally susceptible to natural orange oil – based antimicrobials. J Environ Sci Health, Part B: Pesticides, Food Contaminations and Agricultural Wastes 2009; 44(6):571-7. 26. Yousef RT, Tawil G. Antimicrobial activity of volatile oils. Pharmazie 1980; 35H(11):698-701. 27. Fisher K, Phillips CA. The effect of lemon, orange and bergamot essential oils and their components on the survival of Campylobacter jejuni, Escherichia coli 0157, Listeria monocytogenes, Bacillus cereus and Staphylococcus aureus in vitro and in food system. J Appl Microbiol 2006; 101:1232-40. 28. Chaibi A, Ababouch LH, Belasri K i wsp. Inhibition of germination and vegetative growth of Bacillus cereus T and Clostridium botulinum 62A spores by essential oils. Food Microbiol 1997; 14:161-74. 29. Huamin H, Juntao F, Anliang C i wsp. Studies on the bioactivity of essential oils against insects. Tianran Chanwu Yanjiu Ju Kaifa 2002; 14:27-30. 30. Jasper C, Maruzzella C, Ligouri L. The in vitro antifungal activity of essential oils. J Am Pharm Assoc 1956; 47(4):250-4. 31. Stange RR, Midland SL, Eckert JW i wsp. An antifungal compound produced by grapefruit and Valencia orange after wounding of the peel. J Nat Prod 1993; 56:1627-29. 32. Singh G, Upadhyay RK, Narayanan CS i wsp. Chemical and fungitoxic investigations on the essential oil of Citrus sinensis. Pers J Plant Dis Prot 1993; 100:69-74. 33. Burfield T, Reekie SL. Mosquitous, malaria and essential oils. Int J Aromather 2005; 15:30-41. 34. Ezonu CF, Chidume GJ, Udedi SC. Insecticidal properties of volatile extracts of orange peels. Bioresource Technol 2001; 76:273-4. 35. Morton J, Orange. [In:] Fruits of warm climates. Morton JF Ed. Miami, Floryda 1987; 134-42. 36. Nannapaneni R, Muthaiyan A, Crandall PG i wsp. Antimicrobial activity of commercial citrus-based natural extracts against Escherichia coli 0257:H7 isolates and mutant strains. Food Path Dis 2008; 5(5):695-99. 37. Holdeman LV, Cato EP, Moore WEC. Anaerobe Laboratory Manual V.P.I 4 ed. Blacksburg, Baltimore 1977. 38. Kałowski M, Kędzia A. Nieprzetrwalnikujące bakterie beztlenowe. [W:] Diagnostyka mikrobiologiczna w medycynie (Kędzia W. red.) PZWL, Warszawa 1990. 39. Holt JG. Bergey’s Manual of Determinative Bacteriology. Williams and Wilkins ed. 9th ed. Baltimore 1993. 40. Forbes BA, Sahn DF, Weissfeld AS. Bailey and Scott’s Diagnostic Microbiology. 12th ed. Mosby Elsevier. St. Louis 2007. 41. National Committee for Clinical Laboratory Standards. Methods for antimicrobial susceptibility testing of anaerobic bacteria approved standard. 6th M11-Z6 PA NCCLS. Wayne 2003.
otrzymano/received: 2011-06-27
zaakceptowano/accepted: 2011-07-08
Adres/address:
*dr hab. Anna Kędzia prof. nadzw.
Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii Gdański Uniwersytet Medyczny
ul. Do Studzienki 38, 80-227 Gdańsk
tel.: (58) 349-21-85
e-mail: zmju@amg.gda.pl
