© Borgis - Postepy Fitoterapii 1, s. 23-29
Elżbieta Studzińska-Sroka, *Wiesława Bylka
Aktywność przeciwdrobnoustrojowa metabolitów wtórnych porostów
The antimicroorganisms activity of secondary lichen metabolites
Katedra i Zakład Farmakognozji, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Irena Matławska
Summary
Lichens grow in many different environments. Used by human beings for a long time, they produce chemical compounds of various structures and a multidirectional biological activity. The following study constitutes a literature review on antibacterial and antimycotic activities of the following substances produced by lichens: usnic acid, depsides, depsidones, antraquinones, vulpinic acid and protolichesterinic acid. Experiments have been carried out on standard strains as well as microorganisms isolated in clinical conditions frequently resistant to the normally administered antibiotics. In some cases the dependence between the compound structure and the type of the demonstrated activity has been taken into account. Compounds isolated from lichens have not found wider application in medical practice so far, yet the appearance of pathogens resistant to the medicine used induces the search for new substances of an antimicrobial activity.
Key words: lichens, lichen substances, antimicroorganisms activity
Wstęp
Grzyby lichenizowane, gdyż tak nazywa się porosty w związku z rosnącą na ich temat wiedzą, to organizmy, których rozwój jest możliwy dzięki spotkaniu przez komórki grzyba odpowiedniego partnera glonowego. Wytwarzająca się w konsekwencji więź między dwoma komponentami jest splotem różnorodnych zależności, umożliwiających organizmowi przetrwanie. Uznawana obecnie definicja głosi, że porosty to stabilna samowystarczalna asocjacja mikobionta i fotobionta, w której mikobiont traktowany jest jako partner zewnętrzny (1).
Porosty zasiedlają niemal każde miejsce na Ziemi. Zamieszkując tereny trudno dostępne dla roślin, rozpoczynają „pochód przyrody” i dlatego mają znaczenie w procesie sukcesji. Liczbę występujących w przyrodzie gatunków określa się obecnie na około 20 tys. (2).
Walory porostów są cenione od dawna. W historii istnieją wzmianki o stosowaniu tych niewielkich organizmów jako pokarmu, leków na różne choroby czy barwników do barwienia tkanin (3). Wraz z rozwojem nauki odkryto, że właściwości porostów związane są z obecnością w ich plechach specyficznych związków chemicznych. Jedną z pierwszych otrzymanych substancji porostowych był kwas fumaroprotocetrarowy (rok 1826). Nieco później (rok 1844), miała miejsce izolacja kwasu usninowego. Na początku wieku XX znano już około 150 porostowych metabolitów wtórnych (4). Obecnie, dzięki wprowadzeniu nowych metod analitycznych, podnoszących jakość prac fitochemicznych, ich liczbę określa się na ponad 800 (5, 6).
Substancje porostowe charakteryzuje biogenetyczna różnorodność i niejednolita struktura. Determinuje to ich wielokierunkowe działanie biologicznie. Piśmiennictwo donosi o właściwościach: przeciwbakteryjnych, przeciwgrzybiczych, przeciwwirusowych, hamujących enzymy, przeciwnowotworowych, ale także niekorzystnych z punktu widzenia stosowania porostów w terapii, ich cechach alergogennych (7, 8).
Najwcześniej zainteresowano się przeciwdrobnoustrojową aktywnością porostów. Prowadzone eksperymenty potwierdziły biologiczną aktywność przygotowywanych z porostów wyciągów oraz pozyskiwanych z nich związków. Prawdopodobnie około 50% znanych gatunków zawiera substancje o działaniu przeciwbakteryjnym (6). Interesujące rezultaty badań zachęciły do podjęcia próby zebrania danych na temat właściwości przeciwdrobnoustrojowych porostowych metabolitów wtórnych. Zagadnienie to zostało przedstawione w poniższej pracy.
Kwas usninowy
Kwas usninowy to jeden z częstych metabolitów wtórnych porostów (9). Jest to żółty barwnik o strukturze dibenzofuranu, występujący w postaci dwóch enancjomerów różniących się usytuowaniem grupy metylowej w pozycji 9b (10) (ryc. 1). Rozpowszechnienie kwasu usninowego w wielu gatunkach porostów sprawiło, że stał się on przedmiotem licznych badań biologicznych, w tym również dotyczących aktywności przeciwdrobnoustrojowej (11).
Ryc. 1. Kwas usninowy.
Jako jeden z pierwszych aktywność kwasu usninowego określił w 1946 roku Bargellini (4). W prowadzonych badaniach udowodnił, że związek ten hamował rozwój Staphylococcus aureus, Corynebacterium diphtheriae i Bacillus subtilis. Powyższa pochodna dibenzofuranu nie działała na bakterie Gram-ujemne. Kolejne prace na temat kwasu usninowego pojawiły się w roku 1947. Wyizolowany z Ramalina reticulata kwas (+)-usninowy, hamował wzrost bakterii z rodzajów Pneumococcus sp., Streptococcus sp., Staphylococcus sp., Mycobacterium tuberculosis. Okazało się, że M. tuberculosis hominis jest bardziej wrażliwy na działanie kwasu usninowego niż M. tuberculosis avium. W 1948 roku zainteresowanie rodziną Usneaceae zaowocowało izolacją tzw. ewozyny (ang. evosin), zidentyfikowanej później jako mieszanina kwasu ewerniowego i usninowego oraz dwóch nieznanych substancji. Ta kompozycja metabolitów porostowych wykazywała wysoką aktywność przeciwbakteryjną wobec Streptococcus sp., Staphylococcus sp., jak również M. tuberculosis. Ewozyna stosowana była lokalnie w Niemczech w chorobach skóry, m.in.: liszaju, czyrakach, czy gruźlicy skóry. Istnieją dane mówiące o jej skuteczności nie tylko w bakteryjnych problemach dermatologicznych przebiegających z udziałem bakterii, ale również w infekcjach wywołanych dermatofitami (np. Trichophyton). Do badań realizowanych w Europie i Stanach Zjednoczonych dołączyć trzeba prace naukowców japońskich. Shibata i wsp. (12) skupił się na aktywności biologicznej obu izomerycznych form kwasu usninowego: (+) i (-) oraz jego półsyntetycznych dihydro- i acetylopochodnych. Zauważył on właściwości przeciwbakteryjne związków mających w cząsteczce podwójne wiązanie, a także wolne grupy hydroksylowe.
Pojawienie się antybiotyków syntetycznych, które okazały się skutecznym lekiem na nękające ludność infekcje spowodowało, że zrezygnowano z prowadzonych w latach 50. prac. Z uwagi na niegasnący problem zakażeń bakteryjnych do badań powrócono później. Pod koniec lat 80. testowano aktywność kwasu usninowego na szczepach Streptococcus mutans, bakterii odpowiedzialnej za rozwój próchnicy. Wyniki badań wskazywały, że kwas (+)-usninowy, w 1% roztworze płynu do płukania ust, chronił przed rozwojem próchnicy i tworzeniem się kamienia nazębnego (9, 11). W innym eksperymencie zauważono, że kwas usninowy hamował rozwój Staphylococcus sp., Enterococcus sp. oraz niektórych bakterii beztlenowych. Okazało się, że wykazywał on aktywność nie tylko wobec zastosowanych szczepów wzorcowych, ale również w stosunku do S. aureus, E. faecalis, E. faecium wyizolowanych z materiału klinicznego (13). Prowadzono również badania sprawdzające aktywność kwasu usninowego na Mycobacterium sp. Uzyskane rezultaty świadczyły o hamującym wpływie in vitro obu enancjomerów na M. tuberculosis i M. tufu (11, 14, 15).
W roku 1998 Ingólfsdóttir i wsp. (16) opublikowała wyniki wskazujące na przeciwbakteryjne działanie kwasu (+)-usninowego wobec M. aurum, w stężeniu MIC = 32 ?g/ml. Kwas usninowy działał silniej od stosowanych w lecznictwie standardów (izoniazydu, rifampicyny, streptomycyny). Perry i wsp. (17) podjął próbę określenia aktywności biologicznej 69 rosnących w Nowej Zelandii gatunków porostów oraz 6-ciu wyizolowanych z nich czystych substancji, w tym kwasu usninowego. Testy przeprowadzone metodą dyfuzyjno-krążkową sugerowały działanie kwasu usninowego na B. subtilis, Candida albicans, Trichophyton mentagrophytes. Przy zastosowaniu niższych stężeń wrażliwy na działanie omawianego związku był tylko B. subtilis.
Kilka lat później podjęto badania, których wyniki wskazywały na skuteczność kwasu (+)-usninowego i jego soli sodowej wobec otrzymanych z fińskich szpitali opornych na metycylinę szczepów S. aureus (MRSA) oraz opornych na wankomycynę Enterococcus sp. (VRE) (18). Zauważono, że aktywność soli sodowej była wyższa niż wolnego kwasu, co według autorów miało prawdopodobnie związek z jego niższą rozpuszczalnością w użytym do eksperymentu DMSO. Wyniki badań na szczurach wykazały, że kwas (+)-usninowy jest dobrze absorbowany po podaniu doustnym. Dobra biodostępność oraz niskie wartości MIC czynią ten związek interesującym do testów, w których poszukuje się substancji skutecznych w leczeniu zagrażających życiu infekcji VRE. Stosowanie kwasu usninowego ogranicza jednak jego toksyczność (szczególnie hepatotoksyczność), której przypadki odnotowano podczas podawania go zwierzętom. Kwas usninowy powodował także utratę masy ciała oraz alergie.
Depsydy i depsydony
Wartościową grupą wtórnych metabolitów porostowych są depsydy i depsydony. Ich główny szkielet stanowią dwie lub więcej cząsteczki kwasów hydroksybenzoesowych połączone wiązaniem estrowym. Depsydony, występujące prawie wyłącznie w porostach, oprócz estrowego mają także eterowe wiązanie. Jego obecność zamyka otwartą strukturę depsydu, co stanowi różnicę między omawianymi grupami związków.
Substancją o strukturze depsydu, często obecną w plechach porostów, jest atranoryna (ryc. 2). Na przestrzeni lat wielokrotnie podejmowano temat jej antybiotycznych właściwości. Yilmaz i wsp. (19) zajął się badaniem przeciwbakteryjnej i przeciwgrzybiczej aktywności atranoryny wyizolowanej z Cladonia foliacea. Eksperyment przeprowadzono metodą krążkową, określając minimalne stężenie hamujące (MIC) wobec 107 komórek drobnoustrojów. Otrzymane wartości MIC wahały się w zależności od użytego szczepu od 15 do 500 ?g/krążek. Związek ten działał stosunkowo silnie na B. cereus, B. subtilis, Listeria monocytogenes, a także na Aeromonas hydrophila. Inne testowane szczepy cechowała słaba wrażliwość na zastosowane stężenia badanej substancji. Aktywność atranoryny wobec laseczek Gram-dodatnich z rodzaju Bacillus potwierdzili Rancović i wsp. (20). MIC określone podczas badań wynosiło 31 ?g/ml, podczas gdy dla stosowanej jako wzorzec streptomycyny było ono równe 7,81 ?g/ml. W tym samym eksperymencie badany depsyd wykazywał aktywność w stosunku do Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae i S. aureus (MIC = 31 ?g/ml). W roku 1998 prowadzono prace wskazujące na brak istotnej aktywności atranoryny wobec M. aurum (MIC = 250 ?g/ml) (16). Aktywność na M. tuberculosis określona została dopiero niedawno i kształtowała się na podobnym poziomie (21).
Ryc. 2. Wzory strukturalne depsydów.
Interesujące jest działanie kwasu difraktowego na M. tuberculosis (ryc. 2). Depsyd, pomimo dużego podobieństwa w budowie do atranoryny, wykazywał znacznie wyższą od niej aktywność przeciwprątkową. Dla atranoryny wartość MIC wynosiła 250 ?g/ml, natomiast dla kwasu difraktowego była ona kilka razy niższa (MIC = 15,6 ?g/ml). Inny depsyd – kwas lekanorowy, różniący się od atranoryny brakiem grupy CHO- w pozycji 3 i CH3- w pozycji 3', okazał się mało aktywny (MIC = 250 ?g/ml) (21) (ryc. 2).
Ważne wydają się być wyniki prac Türk'a i wsp. (22), ukazujące różnice w działaniu atranoryny i jej chlorowej pochodnej (ryc. 2). Chloratranoryna, zawierająca w cząsteczce atom chloru, oprócz aktywności przeciwbakteryjnej wykazywała właściwości przeciwgrzybicze (drożdżaki i grzyby pleśniowe). Działania na komórki grzybów pleśniowych nie zaobserwowano w przypadku atranoryny. Różnica w aktywności przeciwdrobnoustrojowej obu związków wynikała prawdopodobnie z obecności atomu chloru w cząsteczce.
W tym samym eksperymencie przetestowano działanie innego depsydu, kwasu oliwetorowego (ryc. 2). Wykazywał on silniejsze właściwości antybiotyczne niż stosowana równolegle atranoryna. Szersze było również spektrum jego działania w porównaniu z chloratranoryną (aktywność wobec 12 w porównaniu z 9 wrażliwymi na chloratranorynę szczepami). Bakteriami o największej wrażliwości były B. subtilis, B. cereus, S. aureus, Yersinia enterocolitica. Kwas oliwetorowy działał najsłabiej na Salmonella typhimurium i E. coli. Jego aktywność wobec użytych w badaniach grzybów pleśniowych była niższa od aktywności chloratranoryny (22).
Kwas fyzodowy to depsydon, który od kwasu oliwetorowego różni się obecnością wiązania eterowego (ryc. 3). Związek ten nie wykazywał działania na stosowane w testach grzyby pleśniowe. Znacznie słabsze były też przeciwbakteryjne właściwości tej substancji. Sugerowano, że niższa aktywność miała związek z zamkniętą strukturą depsydonu. „Sztywność” kwasu fyzodowego, w odróżnieniu od zdolnej do rotacji wokół wiązania estrowego cząsteczki kwasu oliwetorowego, nie pozwalała cząsteczce wbudować się w specjalne „centrum inhibicji” zlokalizowane w komórkach grzybów (22).
Ryc. 3. Wzory depsydonów
Innym metabolitem wtórnym o strukturze depsydonu jest kwas fumaroprotocetrarowy (ryc. 3), który do badań otrzymano z gatunku Cladonia foliacea. Uzyskane w testach wartości MIC (metoda krążkowa) wskazywały na przeciwdrobnoustrojowe działanie kwasu fumaroprotocetrarowego. Wyższą aktywność zaobserwowano wobec B. subtilis, B. cereus oraz L. monocytogenes,niższą w stosunku do C. albicans i C. glabrata (19).
Struktura typu depsydonu połączonego z pierścieniem laktonowym jest charakterystyczna, m.in. dla kwasu salazynowego (ryc. 3). Substancja wyodrębniona z gatunków rodzaju Parmelia została przetestowana pod kątem właściwości przeciwdrobnoutrojowych wobec kilku przenoszonych z żywnością bakterii i grzybów. Pseudomonas aeruginosa i S. typhimurium były wrażliwe na badaną substancję. Kwas salazynowy nie był aktywny wobec L. monocytogenes, Proteus vulgaris, Y. enterocolitica, Enterococcus faecalis (6). W innych badaniach, przeprowadzonych przez Ingólfsdóttir i wsp. (16) wykazano brak aktywności kwasu salazynowego wobec niechorobotwórczego M. aurum, gatunku o profilu wrażliwości zbliżonym do patogennego Mycobacterium tuberculosis. Wyniki te potwierdził Honda i wsp. (21), który testując różne substancje porostowe, w tym omawiany kwas salazynowy, udowodnił słabe jego działanie na M. tuberculosis (MIC = 250 μg/ml).
Godna uwagi jest stosunkowo duża aktywność wobec M. tuberculosis innego depsydonu – kwasu norstiktowego (ryc. 3). Grupa -CH2OH obecna w kwasie salazynowym przy C-3' zastąpiona jest w kwasie norstiktowym podstawnikiem metylowym. Testowana substancja hamowała rozwój prątków już w stężeniu 62,5 μg/ml. Honda i wsp. (21) zakładał, że większa lipofilność kwasu norstiktowego determinuje jego silniejsze działanie. Argumentem była lepsza biodostępność, związana ze zdolnością do transportu przez hydrofobowe biomembrany. Kwasem norstiktowym zainteresowano się również przy okazji badań związków wyodrębnionych z Ramalina farinacea. Związek ten okazał się dużo mniej aktywny w porównaniu z testowanym równocześnie kwasem usninowym. Najsilniejsze działanie wykazywał w stosunku do C. albicans i C. glabrata oraz Aeromonas hydrophila, L. monocytogenes, E. faecalis (15).
Kwas wulpinowy
Kwasem porostowym, którego struktura różni się od omawianych wyżej depsydów i depsydonów, jest kwas wulpinowy (ryc. 4).
Ryc. 4. Kwas wulpinowy.
Wyniki badań wskazują na jego aktywność wobec kilku wzorcowych szczepów bakterii (beztlenowych laseczek i tlenowych ziarniaków), jak również klinicznych szczepów Enterococcus sp. i S. aureus, wrażliwych bądź opornych na metycylinę lub mupirocynę. Kwas wulpinowy wykazywał silne działanie przeciwdrobnoustrojowe (16 lub>16 μg/ml wobec laseczek beztlenowych), jednak słabsze od kwasu usninowego (2-8 μg/ml wobec laseczek beztlenowych). Rezultaty eksperymentu pozwalają przyjąć jako ogólną zależność słabszą aktywność związku na bakterie Enterococcus sp. (MIC w granicach 16-32 μg/ml), niż na Staphylococcus sp. (MIC = 4 ->16 μg/ml) (13).
Antrachinony
Antrachinony, z uwagi na strukturę chemiczną, zalicza się do utlenionych pochodnych antracenu (23). Zdolność ich biosyntezy przez wiele gatunków grzybów lichenizowanych objawia się charakterystycznym żółtym, pomarańczowym lub czerwonym zabarwieniem porostu. Z doniesień piśmiennictwa wynika, że cechuje je wielokierunkowa aktywność biologiczna. Wykazują właściwości ściągające, przeciwzapalne, przeciwnowotworowe, przeczyszczające, fotoochronne oraz przeciwbakteryjne (24).
Wyizolowane z trzech gatunków porostów rodzaju Xanthoria sp. pochodne antracenu (erytroglaucyna, fiscion czyli parietyna, ksantoryna, emodyna, fallacynal i teloschistyna czyli fallacynol) mają właściwości przeciwbakteryjne i przeciwgrzybicze (ryc. 5).
Ryc. 5. Wzory wybranych antrachinonów.
W zależności od testowanej substancji, stwierdzono różnice w działaniu na różne szczepy bakterii ( P. fluorescens, P. glicinea, P. phaseolicola, B. mycoides) i nielichenizujących grzybów ( A. niger, Doratomyces stemonidis, Trichoderma viride, Penicillium verrucosum). Wszystkie związki były aktywne wobec użytych w eksperymencie grzybów, natomiast słabiej zaznaczały się ich właściwości przeciwbakteryjne. B. mycoides nie był wrażliwy na żaden z badanych antrachinonów. Fallacynal okazał się substancją przeciwbakteryjnie nieaktywną (25).
Kontynuując badania nad właściwościami przeciwdrobnoustrojowymi rodziny Teloschistaceae, ten sam zespół badawczy zajął się określeniem aktywności biologicznej etanolowego wyciągu z Caloplaca schaereri oraz otrzymanych z tego gatunku: parietyny, fallacynolu, fallacynalu, kwasu parietynowego i emodyny. Uzyskane rezultaty po raz kolejny zwróciły uwagę na silniejsze od przeciwbakteryjnego działanie przeciwgrzybicze, zarówno ekstraktu, jak i poszczególnych związków. Wyciąg nawet w wysokich stężeniach (MIC> 320 μg/ml) nie był aktywny wobec S. aureus, E. coli, a także C. albicans. Szczepami bardziej wrażliwymi na działanie badanego ekstraktu okazała się bakteria Pseudomonas fluorescens i grzyby: A. niger, Trichomonas harzianum (wartość MIC wyniosła odpowiednio 160 μg/ml, 160 μg/ml, 80 μg/ml). Wyższa aktywność cechowała czyste związki. Wartości MIC od 20-80 μg/ml opisują właściwości przeciwdrobnoustrojowe substancji wtórnych otrzymanych z C. schaereri wobec B. subtilis i P. fluorescens, natomiast fallacynol wykazywał istotne przeciwbakteryjne działanie na S. aureus (MIC = 20 μg/ml). Badane antrachinony w stężeniu 20-80 μg/ml hamowały wzrost wszystkich użytych w eksperymencie gatunków grzybów (24).
Kwasy alifatyczne
Substancje o budowie alifatycznej stanowią kolejną, po cząsteczkach o aromatycznej strukturze, grupę metabolitów porostowych. Przykładem związku o strukturze α-metyleno-γ-butyrolaktonu jest kwas protolichesterynowy (ryc. 6).
Ryc. 6. Kwas protolichesterynowy.
Prace eksperymentalne z lat 50. ubiegłego wieku wykazały jego wpływ na M. tuberculosis, Streptococcus pyogenes i S. aureus. W nowszych badaniach aktywność przeciwdrobnoustrojowa została określona wobec E. coli, B. subtilis, P. aeruginosa, L. monocytogenes. Zauważono, że działanie na B. subtilis i L. monocytogenes miało charakter bakteriobójczy, natomiast na E. coli i P. aeruginosa bakteriostatyczny (26).
Inne prowadzone w latach 90. ubiegłego wieku prace dowiodły działania kwasu protolichesterynowego z Cetraria islandica na bakterię Helicobacter pylori (także szczepów klinicznych), której przypisuje się udział w powstawaniu wrzodów żołądka i dwunastnicy. Ingólfsdóttir i wsp. (27) badała zarówno wolny kwas protolichesterynowy, jak i jego sól sodową. Okazało się, że testowane substancje wykazują zdolność hamowania wzrostu H. pylori przy wartości MIC zawierającej się w granicach 16-64 ?g/ml. Może to tłumaczyć korzystne działanie Cetraria islandica (płucnica islandzka, porost islandzki) w schorzeniach żołądka i dwunastnicy.
Podsumowanie
W obliczu coraz częściej wytwarzanej przez bakterie oporności na stosowane obecnie antybiotyki ważne jest poszukiwanie nowych leków, skutecznych w zakażeniach drobnoustrojami chorobotwórczymi. W niniejszym opracowaniu przedstawiono dane literaturowe, wskazujące na przeciwdrobnoustrojowe działanie porostowych metabolitów wtórnych. Związki te, z uwagi na unikalną, często rzadko spotykaną budowę chemiczną, są wartościowym materiałem do badań. Potencjalna aktywność biologiczna stwarza nadzieję na wykorzystanie substancji produkowanych przez porosty w terapii trudnych do zwalczenia zakażeń, natomiast znajomość ich struktury umożliwia podjęcie prób otrzymania danego związku w procesie syntezy chemicznej.
Piśmiennictwo
1. Czarnota P. Symbiozy porostowe w świetle interakcji pomiędzy grzybami i fotobiontami. Kosmos. Probl Nauk Biol 2009; 58:229-48. 2. Kozik R. To i owo o życiu porostów. Konspekt 2006; 26. http://www.wsp.krakow.pl/konspekt/26/index.php?i=010 3. Studzińska E, Witkowska-Banaszczak E, Bylka W. Związki biologicznie aktywne porostów. Herba Pol 2008; 54(1):80-8. 4. Ahmadijian VH, Hale ME. The Lichens. Academic Press, New York, 1977; 549. 5. Boustie J, Grube M. Lichens, a promising source of bioactive secondary metabolites. Plant Gen Res 2005; 3:273-87. 6. Candan M, Yilmaz M, Tay T i wsp. Antimicrobial activity of extracts of the lichen Parmelia sulcata and its salazinic acid constituent. Z Naturforsch C 2007; 62(7-8):619-21. 7. Müller K. Pharmaceutically relevant metabolites from lichens. Apll Microbiol Biotechnol 2001; 56:9-16. 8. Huneck S. The significance of lichens and their metabolites. Naturwiss 1999; 86:559-70. 9. Ingólfsdóttir K. Usnic acid. Phytochem 2002; 61:729-36. 10. De Carvalho EAB, Andrade PP, Silva NH i wsp. Effect of usnic acid from the lichen Cladonia substellata on Trypanosoma cruzi in vitro: an ultrastructural study. Micron 2006; 36:155-61. 11. Cocchietto M, Skert N, Nimis PL i wsp. A review on usnic acid, an interesting natural compound. Naturwiss 2002; 89:137-46. 12. Bustinza F. Antibacterial substances from lichens. Econ Bot 1952; 6:402-6. 13. Lauterwein M, Oethinger M, Belsner K i wsp. In vitro of the secondary metabolites: vulpinic acid, (+)-usnic acid, and (-)-usnic acid against Aerobic and Anaerobic microorganisms. Antimicrob Agents Chemother 1995; 39:2541-3. 14. Krishna DR, Venkataramana D. Pharmacokinetics of D-(+)-usnic acid in rabbits after intravenous and oral administration. Drug Metab Dispos 1992; 20:909-11. 15. Tay T, Türk AÖ, Yilmaz M i wsp. Evaluation of the antimicrobial activity of the acetone extract of the lichen Ramalina farinacea and its (+)-usnic acid, norstictic acid, and protocetraric acid constituents. Z Naturforsch C 2004; 59c:384-8. 16. Ingólfsdóttir K, Chung GAC, Skúlason VG i wsp. Antimycobacterial activity of lichen metabolites in vitro. Eur J Pharm Sci 1998; 6:141-4. 17. Perry NB, Benn MH, Brennan NJ i wsp. Antimicrobial, antiviral and cytotoxic activity of New Zealand lichens. Lichenologist 1999; 31(6):627-36. 18. Elo H, Matikaincn J, Pelttari E. Potent activity of the lichen antibiotic (+)-usnic acid against clinical isolates of vancomycin-resistant enterococci and methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Naturwiss 2007; 94:465-8. 19. Yilmaz M, Türk A, Tay T i wsp. The antimicrobial activity of extracts of the lichen Cladonia foliacea and its (-)-usnic acid, atranorin, and fumarprotocetraric acid constituents. Z Naturfosch C 2004; 59c:249-54. 20. Rancović B, Mišić M, Sukdolak S. The antimicrobial activity of substances derived from the lichens Physcia aipola, Umbilicaria polyphylla, Parmelia caperata and Hypogymnia physodes. World J Microbiol Biotechnol 2008; 24:1239-42. 21. Honda NK, Pavan FR, Coelho RG i wsp. Antimycobacterial activity of lichen substances. Phytomed 2009; 13. 22. Türk H, Yilmaz M, Tay T i wsp. Antimicrobial activity of extracts of chemical races of thelichen Pseudevernia furfuracea and their physodic acid, chloroatranorin, atranorin and olivetoric acid constituents. Z Naturfosch C 2006; 61c:499-507. 23. Kohlmünzer S. Farmakognozja. Podręcznik dla studentów farmacji. PZWL, Warszawa 2007; 257. 24. Manojlović N, Solujić S, Sukdolak S. Antimicrobial activity of an extract and anraquinones from Caloplaca schaereri. Lichenologist 2002; 34(1):83-5. 25. Manojlović N, Solujić S, Sukdolak S i wsp. Isolation and antimicrobial activity of antraquinones from some species of the lichen genus Xanthoria. J Serb. Chem Soc 2000; 65(8):555-60. 26. Türk AÖ, Yimaz M, Kivanç M iwsp. The antimicrobial activity of extracts of the lichen Cetraria aculeata and its protolichesterinic acid constituent. Z Naturforsch C 2003; 58c:850-4. 27. Ingólfsdóttir K, Hjalmarsdottir M, Sigurdsson A i wsp. In vitro susceptilibility of Helicobacter pylori to protolichesterinic acid from the lichen Cetraria islandica. Antimicrob Agents Chemother 1997; 41(1):215-7.
otrzymano/received: 2010-02-05
zaakceptowano/accepted: 2010-03-09
Adres/address:
*Wiesława Bylka
Katedra i Zakład Farmakognozji Uniwersytet Medyczny im. K. Marcinkowskiego w Poznaniu
ul. Święcickiego 4, 60-781 Poznań
tel.: (61) 854-67-09, fax: (61) 854-67-01
e-mail: wieslawabylka@tlen.pl
